سیستم ایمنی ذاتی مهره دارانdna میکروبی را به عنوان علامت خطر شناسایی می کند. dna باکتریایی یا ویروسی حاوی دی نوکلئوتیدهای cpg غیر متیله می باشد. نشان داده شده است که الیگو دی اکسی نوکلئوتیدهای سنتتیک حاوی cpg (cpg-odn) ، dna میکروبی را تقلید می کنند و سیستم ایمنی ذاتی مهره داران را علیه بسیاری از عفونت های باکتریایی ، ویروسی و تک یاخته ای تحریک می کنند. پاسخ های دفاعی احتمالا به وسیله گیرنده های شناسایی الگو (prrs) میزبان مانند tlr ها برانگیخته می شوند، این گیرنده ها الگوهای مولکولی وابسته به پاتوژن را شناسایی می کنند و منجر به پاسخ های دفاعی می گردند. cpg-odnسنتتیک و dna باکتریایی یا ویروسی که دارای دی نوکلئوتیدهای cpg غیر متیله فراوان تری نسبت به dna مهره داران هستند، به عنوان این الگوهای مولکولی می باشند. در این مطالعه ، اثر حفاظتی cpg-odn سنتتیک در برابر عفونت سالمونلا انتریتیدیس در جوجه های گوشتی نژاد راس مورد بررسی قرار گرفت. این اثر حفاظتی در جوجه ها بر اساس تهاجم بافتی مورد ارزیابی قرار گرفت. در این بررسی در دو روزگی یک دز cpg –odn به میزان 50 میکروگرم به ازای هر جوجه به گروه درمانی (گروه cpg) و در همین زمان به دو گروه شاهد (گروه pbs) pbs به صورت زیر جلدی تزریق شد.3 ساعت ،4 روز ،7 روز و 14 روز بعد از تزریق cpg-odn ، باکتری سالمونلا انتریتیدیس با دز مشخص به تمام جوجه ها به غیر از یک گروه شاهد، خورانده شد. بعد از مرگ با ترحم جوجه ها ، کبد و طحال هر جوجه به صورت آسپتیک برداشته شد و برای جداسازی باکتری سالمونلا انتریتیدیس کشت داده شد. نتایج نشان داد که بطور کلی هجوم باکتری سالمونلا به کبد و طحال در گروه cpg به طور معنی داری کمتر از گروه pbs (شاهد) بود و نیز هجوم بافتی در گروه cpg وگروه pbs (شاهد) در روز های 4، 7و 14 بعد از دریافت cpg-odn اختلاف آماری معنی داری نداشت، ولی در3 ساعت پس از دریافت cpg-odn، اختلاف هجوم بافتی در دو گروه معنی دار بود (p < 0.05) علاوه بر این ، برای تعیین تاثیر سن دریافتcpg ، در آزمایشی دیگر در 5 روزگی به تعدادی جوجه یک دز cpg –odn و به گروه شاهد، pbs به صورت زیر جلدی تلقیح شد. 24 ساعت بعد باکتری سالمونلا انتریتیدیس با دز مشخص به جوجه ها ی هر دو گروه خورانده شد. در هجوم باکتری سالمونلا به کبد و طحال در گروه cpg و گروه pbs (شاهد) تفاوتی مشاهده نشد. همچنین در این مطالعه برای تعیین اثر تشدید کنندگی دز تکراری cpg در 20 روزگی به تعدادی جوجه از گروه cpg ، دز تکراری به صورت زیر جلدی تلقیح گردید و 24 ساعت بعد باکتری سالمونلا انتریتیدیس با دز معادل لوله 3 مک فارلند به این جوجه ها خورانده شد. در هجوم باکتری سالمونلا به کبد و طحال در دو گروه cpg( تزریق در دو روزگی) و گروه cpg تکراری تفاوتی مشاهده نشد. در این مطالعه همچنین در هر مرحله از قلب خونگیری شد و کشت خون انجام گرفت. کشت خون گروه درمانی فقط در 3 ساعت بعد از تلقیح cpg و کشت خون گروه شاهد در 3 ساعت،14 و 19 روز بعد از تلقیح cpg از لحاظ سالمونلا انتریتیدیس مثبت بود. با توجه به نتایج حاصله، cpg odn می تواند در پیشگیری از هجوم بافتی سالمونلا انتریتیدیس در جوجه های گوشتی نژاد راس موثر باشد و این تاثیر برای 14 روز تداوم دارد.

سیستم ایمنی ذاتی مهره دارانdna میکروبی را به عنوان علامت خطر شناسایی می کند. dna باکتریایی یا ویروسی حاوی دی نوکلئوتیدهای cpg غیر متیله می باشد. نشان داده شده است که الیگو دی اکسی نوکلئوتیدهای سنتتیک حاوی cpg (cpg-odn) ، dna میکروبی را تقلید می کنند و سیستم ایمنی ذاتی مهره داران را علیه بسیاری از عفونت های باکتریایی ، ویروسی و تک یاخته ای تحریک می کنند. پاسخ های دفاعی احتمالا به وسیله گیرنده های شناخت الگویی (prrs) میزبان مانند tlr ها برانگیخته می شوند، این گیرنده ها الگوهای مولکولی وابسته به پاتوژن را شناسایی می کنند و منجر به پاسخ های دفاعی می گردند. cpg-odn سنتتیک و dna باکتریایی یا ویروسی که دارای دی نوکلئوتیدهای cpg غیر متیله فراوان تری نسبت به dna مهره داران هستند، به عنوان این الگوهای مولکولی می باشند. در این مطالعه ، اثر حفاظتی cpg-odn سنتتیک در برابر کلونیزاسیون روده ای سالمونلا انتریتیدیس در جوجه های گوشتی نژاد راس مورد بررسی قرار گرفت. در این بررسی در دو روزگی یک دز cpg –odn به میزان 50 میکروگرم به ازای هر جوجه به گروه درمانی (گروه cpg) و در همین زمان به دو گروه شاهد (گروه pbs) pbs به صورت زیر جلدی تزریق شد.3 ساعت ،4 روز ،7 روز و 14 روز بعد از تزریق cpg-odn ، باکتری سالمونلا انتریتیدیس با دز مشخص به تمام جوجه ها به غیر از یک گروه شاهد، خورانده شد. بعد از مرگ با ترحم جوجه ها ،سکوم هر جوجه به صورت استریل جدا شدو محتویات سکوم هر سه جوجه به صورت توأم در لوله درپیچ دار استریل ریخته شد و برای شمارش تعداد سلولهای زنده در هر گرم از محتویات سکوم کشت داده شد. نتایج نشان داد که کلونیزاسیون روده ای در گروه cpg وگروه pbs (شاهد) در روز های 4، 7و 14 بعد از دریافت cpg-odn اختلاف آماری معنی داری نداشت، ولی در3 ساعت پس از دریافت cpg-odn، اختلاف کلونیزاسیون روده ای در دو گروه معنی دار بود (p < 0.05) علاوه بر این ، برای تعیین تأثیر سن دریافتcpg ، در آزمایشی دیگر در 5 روزگی به تعدادی جوجه یک دز cpg –odn و به گروه شاهد، pbs به صورت زیر جلدی تلقیح شد. 24 ساعت بعد باکتری سالمونلا انتریتیدیس با دز مشخص به جوجه ها ی هر دو گروه خورانده شد. کلونیزاسیون روده ای سالمونلا در گروه cpg و گروه pbs (شاهد) اختلاف معنی داری نداشت. همچنین در این مطالعه برای تعیین اثر تشدید کنندگی دز تکراری cpg در 20 روزگی به تعدادی جوجه از گروه cpg ، دز تکراری به صورت زیر جلدی تلقیح گردید و 24 ساعت بعد باکتری سالمونلا انتریتیدیس با دز معادل لوله 3 مک فارلند به این جوجه ها خورانده شد.در این آزمایش به علت مشکلات تکنیکی شمارش باکتری در محتویات سکوم امکان پذیر نگردید ولی نتایج کشت سواپ رکتوم مورد آنالیز آماری قرار گرفت. کلونیزاسیون روده ای سالمونلا در دو گروه cpg و گروه cpg یادآور اختلاف معنی داری نداشت. در این مطالعه همچنین در هر مرحله از رکتوم توسط سواپ استریل نمونه گرفته شد. در سه ساعت ،4 روز و7 روز پس از تلقیح cpg سواپ رکتوم گروه cpg منفی بود در حالی که به ترتیب 75%،12.5% و 12.5%سواپ رکتوم گروه شاهد مثبت بود.در 14 روز پس از تلقیح cpg، 12.5% سواپ رکتوم گروهcpg و 25% سواپ رکتوم گروه شاهد از لحاظ سالمونلا انتریتیدیس مثبت بود. با توجه به نتایج حاصله ،cpg odn می تواند در پیشگیری از کلونیزاسیون روده ای سالمونلا انتریتیدیس در جوجه های گوشتی نژاد راس موثر باشد و این تأثیر برای 7 روز تداوم دارد. کلمات کلیدی : cpg-odn، سالمونلا انتریتیدیس، جوجه های گوشتی ، کلونیزاسیون روده ای

بیماری نیوکاسل، یکی از مهمترین بیماری های عفونی پرندگان به ویژه ماکیان است که باعث خسارات اقتصادی وسیعی در صنعت مرغداری می گردد. عامل این بیماری، پارامیکسوویروس تیپ یک ماکیان (apmv-1) و عضوی از خانواده ی پارامیکسوویریده است. این ویروس به نام ویروس بیماری نیوکاسل نیز موسوم می باشد. علاوه بر روش های مرسوم ارزیابی حدت جدایه ها، تعیین حدت توسط روش های ملکولی نیز قابل انجام می باشد. در این راستا، حدت ویروس به وسیله ی تعیین توالی آمینواسیدی ناحیه ی شکافت پروتئین فیوژن صورت می پذیرد. این ناحیه بین اسید آمینه های شماره ی 112 تا 117 قرار گرفته است. سویه های بدون حدت دارای دو اسید آمینه ی بازی در این ناحیه بوده و اسید آمینه ی شماره ی 117 لوسین می باشد در حالی که سویه های دارای با حدت بالا، دارای بیش از دو اسید آمینه ی بازی در ناحیه ی فوق بوده و اسید آمینه ی شماره ی 117 نیز فنیل آلانین می باشد. با توجه به شیوع این بیماری در 18 ماه گذشته در اکثر نقاط کشور، بر آن شدیم تا ویروس یا ویروس های در گردش در گله های طیور استان خراسان را جداسازی، تعیین هویت و مورد ارزیابی پاتوتایپینگ ملکولی و بررسی فیلوژنی قرار دهیم. جهت انجام این کار، نمونه گیری از مغز 10 لاشه ی مرغ گوشتی و تخم گذار مشکوک به بیماری نیوکاسل از مناطق مختلف استان خراسان رضوی و شهرستان بیرجند صورت گرفت. نمونه ها پس از جمع آوری و هموژن کردن در محیط حاوی آنتی بیوتیک و ضد قارچ، به تخم مرغ جنین دار 11-9 روزه ی عاری از ویروس بیماری نیوکاسل تزریق شدند. تخم مرغ ها روزانه به مدت یک هفته توسط دستگاه کاندلینگ بررسی شدند و مایع آلانتوئیک جنین های تلف شده جمع آوری و به وسیله ی آزمون های هماگلوتیناسیون (ha) و ممانعت از هماگلوتیناسیون (hi) با سرم حاوی آنتی بادی اختصاصی، ارزیابی شدند. rna مایع آلانتوئیک نمونه های مثبت استخراج و پس از تبدیل شدن به cdna توسط پرایمرهای اختصاصی پوشش دهنده ی ناحیه ی شکافت پروتئین فیوژن، تکثیر شدند. سپس 6 محصول pcr از ژل آگارز برش زده شدند و پس از خالص سازی، توالی یابی گردیدند. در نهایت کروماتوگرام خام توالی های نوکلئوتیدی پس از ویرایش مورد ارزیابی های پاتوتایپینگ ملکولی قرار گرفتند. توالی های نوکلئوتیدی حاصله نیز پس از همسان سازی چند گانه (multiple alignment) با توالی های همسنگ در بانک های اطلاعات ژنی، مورد ارزیابی فیلوژنتیک قرار گرفتند. براساس نتایج حاصله، علی رغم تفاوت های اندک در ناحیه ی تکثیر شده ی ژن فیوژن، تمام جدایه ها واجد توالی آمینواسیدی 112-rrqkrf-117 در ناحیه ی شکافت پروتئین فیوژن بودند. با توجه به وجود بیش از دو اسید آمینه ی بازی در این ناحیه و حضور اسید آمینه ی فینل آلانین در موقعیت شماره ی 117 و نیز با عنایت به تابلوی بالینی و کالبدگشایی و سیمای هیستوپاتولوژیک، ویروس بیماری نیوکاسل دخیل در واگیری های اخیر منطقه و احتمالا کشور، متعلق به پاتوتیپ ویسروتروپیک ولوژنیک ارزیابی گردید. از نظر فیلوژنی نیز تمامی جدایه های ویروس بیماری نیوکاسل در نقاط مختلف استان و همچنین شهرستان بیرجند، از یک منشا واحد و در کلاس ii، ژنوتیپ vii و تحت ژنوتیپ d (viid) در کنار جدایه هایی از چین و تایوان قرار گرفتند. این جدایه ها در تقسیم بندی ویروس های بیماری نیوکاسل براساس دودمان (lineage) نیز در دودمان 5 و تحت دودمان d (5d) واقع شدند.

مواد و روش کار 1- در این مطالعه از محیط کشت مایع و جامد pplo، برای کشت نمونه ها استفاده شده است. 2- نمونه برداری جهت کشت 2-1- نمونه برداری ازپرندگان تلف شده نمونه ها از کلینیک تخصصی بخش طیور و کلینیکهای بخش خصوصی اخذ گردید، لاشه های جوجه های گوشتی که در آنها درگیری کیسه های هوایی وجود داشت به صورت تصادفی انتخاب و به طور میانگین از هر گله حدود 4 تا 6 نمونه گرفته و مشخصات مرغداری مربوطه به صورت کامل یادداشت می گردید. در مجموع 150 نمونه از 50 مرغداری اطراف مشهد گرفته شد. اطلاعات فرم هر مرغداری شامل موارد زیر بود: 1- تاریخ نمونه گیری 2- ظرفیت مرغداری 3- نوع پرورش: گوشتی تخم گذار 4- تعداد تلفات 5- سن درگیری گله 6- تعداد نمونه گرفته شده روش نمونه گیری به این صورت بود که ابتدا با دستکش، قسمت های خارجی لاشه را با الکل ضدعفونی و تمیز کرده سپس با قیچی تمیز قسمت های خارجی بخش های مورد نیاز را برش داده تا به کیسه های هوایی و نای و شکاف کامی دسترسی پیدا کرد. سپس با قیچی استریل شده نای را برش داده و یک سوآپ استریل را داخل ترشحات نای زده و نمونه گرفته می شد و بعد سوآپ حاوی نمونه داخل لوله حاوی سرم فیزیولوژی قرار می گرفت. سوآپ بعدی را داخل مجرای بینی فرو برده و از ترشحات داخل بینی هم نمونه گرفته می شد و سوآپ داخل لوله قرار می گرفت. سوآپ بعدی به داخل شکاف کامی زده می شد و نمونه گرفته می شد و سوآپ آخری هم برای کیسه های هوایی بود و از کیسه های هوایی نمونه گرفته می شد. بعد از جمع اوری نمونه ها داخل لوله ها، لوله های مربوطه در جا لوله ای قرار می گرفت و در کنار یخ داخل سبد به آزمایشگاه منتقل می شد. در آزمایشگاه در زیر هود انتقال این نمونه ها به داخل محیط کشت مایع pplo صورت می گرفت به این صورت که ابتدا یک لوله حاوی سوآپ های نمونه در روی شیکر قرار می گرفت تا کل محتوای نمونه ها در روی سوآپ ها پخش شود سپس 2تا سوآپ را برداشته و داخل محیط مایع pplo که به آن nadو cystein اضافه شده بود تلقیح شد و 2 سوآپ دیگر به داخل محیط مایع pplo که بدون nadوcystein بود تلقیح می شد و سپس 2 تا محیط مایع دوباره با فیلتر 0/45 میکرون به داخل لوله های استریل جدید منتقل می شد. در مورد بقیه لوله های حاوی نمونه هم همین روش به کار برده شد و در آخر تمام محیط های مایع با درج مشخصات و تاریخ در روی آنها داخل انکوباتور 37 درجه قرار می گرفت(4،1) 3- کشت وجداسازی پس از قرار دادن نمونه ها در انکوباتور، محیط های کشت روزانه مورد بررسی قرار می گرفت. تغییر رنگ درطی بیست و چهار ساعت اول ناشی از آلودگی باکتریایی یا رشد مایکوپلاسماهای ساپروفیت قلمداد شده و این نمونه ها از انکوباتور حذف می گردیدند. در روزهای بعد هر تغییر رنگی از قرمز به زرد سریعا پاساژ داده شده و مجدد به محیط کشت مایع انتقال داده می شد. نمونه هایی که تا 10روز هیچ تغییر رنگی نداشتند نیز در روز دهم پاساژ داده شده و به محیط مایع منتقل می شدند. محیط های مایع کشت مجدد، به مدت 17 روز در انکوباتور می ماند و روز هفدهم نمونه هایی که تغییر رنگ به سمت زردی داشت به محیط جامد منتقل می شد. بهرحال نمونه های اصلی تا یک ماه در انکوباتور حفظ شده و در صورتی که شواهدی از رشد در آنها یا ساب کالچر آنها مشاهده نمی شد بعنوان نمونه منفی حذف می گردیدند(5،4). 3-1- روش کشت درمحیط جامد روش کشت به این صورت بود که از محیط کشت مایع تغییر رنگ داده، با سرنگ استریل از داخل لوله محیط کشت، مقداری از محیط را برداشته و سپس به فیلتر استریل وصل کرده و انتقال به محیط کشت جامد به طوری که فقط سطح محیط جامد را به صورت یک لایه نازک بپوشاند، صورت می گرفت. محیط های کشت جامد بعد از درج مشخصات نمونه مربوطه و تاریخ در روی آنها در انکوباتور 37 درجه قرار می گرفت و بعد از مدت 7 تا 10 روز پرگنه های مایکوپلاسما مشاهده می شد. به دلیل نداشتن لوپ در آزمایشگاه، پلیت های محیط کشت جامد در شرایط استریل و بدون باز کردن درب آنها در زیر میکروسکوپ قرار گرفته و با بزرگنمایی 10، پرگنه های مایکوپلاسما مورد مشاهده قرار می گرفت (5،4). 4-دسته بندی نمونه ها 4-1- از حدود 50 گله ی طیور گوشتی واز تعداد 150 لاشه ی مرغ گوشتی از قسمت های نای، شکاف کامی، داخل مجرای بینی و کیسه های هوایی انها نمونه گیری صورت گرفت. تمام نمونه های گرفته شده در آنها درگیری کیسه های هوایی و وجود چرک در کیسه های هوایی و پرده اطراف قلب وجود داشت و از لاشه هایی نمونه برداری صورت می گرفت که ترشحات در مجاری هوایی ، نای و برونش ها دیده می شد 4-2-مراحل کشت نمونه ها درمحیط ها 1- کشت اول نمونه های گرفته شده با فیلتر 45/0 میکرون به داخل محیط کشت مایع pplo 2- در طی 24 ساعت بعد از کشت اول نمونه ها در محیط مایع، هر تغییر رنگی در محیط ها از قرمز به سمت زرد، ناشی از الودگی باکتریایی قلمداد شده و این نمونه ها از انکوباتور حذف می گردید. 3- محیط کشت های مایع بعد از قرار گیری در انکوباتور، هر 48 ساعت جهت مشاهده تغییر رنگ مورد بررسی قرار می گرفت. 4- تغییر رنگ ایجاد شده در محیط های کشت مایع، با عدم تغییر رنگ نمونه کنترل که به عنوان کنترل منفی در نظر گرفته شده بود، مقایسه می شد. 5- تغییر رنگ در محیط کشت های مایع حدود 2 تا 3 هفته طول می کشید 6- در صورت مشاهده تغییر رنگ در محیط های کشت مایع، بلافاصله کشت توسط فیلتر در محیط مایع یا جامد pplo صورت گرفت. 7- 7 تا 10 روز بعد از کشت در محیط جامد، پرگنه های مایکوپلاسما در زیر میکروسکوپ با درشت نمایی 10 مورد مشاهده قرار می گرفت(1،3). از کشت تعداد 150 نمونه اخذ شده از 50 گله ی گوشتی، تعداد 16 جدایه مایکوپلاسما، از نمونه ها حاصل شد (66/10%) و تعداد 4 گله از 50 گله ی مورد مطالعه، از نظر آلودگی به مایکوپلاسما مثبت شدند (8%). هر کدام از این 4 مورد مثبت به دست آمده، نتیجه ی کشت تمامی نمونه های گرفته شده از گله ی مربوطه است. تمام نمونه های مربوط به این 4 گله، که مثبت گزارش شدند در کشت اول در محیط مایع، تغییر رنگ از قرمز به سمت زرد را به وضوح نشان می دادند و 7 تا 10 روز بعد از کشت در محیط جامد، پرگنه های مایکوپلاسما در زیر میکروسکوپ با درشت نمایی 10 مورد مشاهده قرار می گرفت. دیدن این کلنی ها، که ظاهری شبیه تخم مرغ نیمرو دارد، تاییدی بر این نتایج است. با استفاده از روش pcr با پرایمر یونیورسال، نتایج مثبت به دست آمده تایید نهایی شد. فقدان رشد مایکوپلاسما در یک محیط رشد غنی، نتیجه فقدان یک ماده غذایی خاص نیست بلکه ناشی از حضور ترکیب یا ترکیباتی سمی برای مایکوپلاسما است. اعتقاد بر اینست که سویه های غیر قابل کشت مایکوپلاسما سویه های سخت گیر خاصی نیستند بلکه انها حساسیت بیشتری به مهارکننده های موجود در محیط کشت بویژه در ترکیباتی همانند پپتون و عصاره مخمر دارند. لذا دو واژه غیر قابل کشت و سخت گیر واژه های نسبی هستند که تنها در مورد یک سیستم کشت خاص که محرکها و احتمالا مهار کننده های رشد وجود دارند قابل تفسیر است(6). یکی از مسائل مهم در جداسازی مایکوپلاسمای پاتوژن پرندگان توجه به حضور مایکوپلاسماهای ساپروفیت به ویژه مایکوپلاسما گالیناسه اوم و مایکوپلاسما گالیناروم می باشد. رشد این مایکوپلاسماها خیلی سریعتر از مایکوپلاسماهای پاتوژن می باشد(7).

پژوهش حاضر جهت بررسی میزان و علل تلفات در گله های گوشتی مشمول پرداخت غرامت بیمه در شهرستان مشهد صورت گرفت. مطالعه ی حاضر را می توان به عنوان اولین مطالعه ی اپیدمیولوژیک طراحی شده جهت ارزیابی تلفات ناشی از بیماری های شایع و علل پیش زمینه ی رخداد این بیماری ها در واحدهای بیمه شده در استان خراسان رضوی دانست. رشد روز افزون جمعیت انسانی و به تبع آن نیاز به منابع پروتئینی سالم، ارزان و در دسترس، افراد مختلف را بر آن داشت تا به صنعت پرورش طیور روی آورند. از طرفی افزایش جمعیت طیور باعث گسترش بیماری-های منجر به تلفات شدید می گردد. در این میان ساختمان، تجهیزات، تغذیه، رعایت بهداشت و به طور کلی مدیریت صحیح پرورش نقش مهمی در جلوگیری از این خسارات اقتصادی دارد. در مطالعه حاضر پرونده های واحدهای مرغداری تحت پوشش صندوق بیمه کشاورزی که در طی سال 1389 دچار خسارات و تلفات شده اند مورد بررسی و تحلیل قرار گرفت. فرم هایی به صورت پرسشنامه طراحی شد تا اطلاعات مربوط به میزان تلفات، علت آن و وضعیت کلی محیطی و مدیریتی هر واحد در آن ثبت گردد. تعداد 178 پرونده از 4 منطقه ی شهرستان مشهد شامل مشهد، طوس، طرقبه شاندیز و حافظ جمع آوری گردید سپس اطلاعات طبقه بندی شد و مورد تجزیه تحلیل آماری قرار گرفت. متغیرهای استفاده شده در این مطالعه، که پس از طبقه بندی اطلاعات وارد نرم افزار آماری شدند، شامل داشتن یا نداشتن پروانه، حصارکشی، حوضچه ی ضدعفونی، امکانات قرنطینه، کوره ی لاشه سوز، انبار دان غیرقابل نفوذ به پرندگان و جوندگان، سالن غیرقابل نفوذ به پرندگان و جوندگان، برق اضطراری فعال، کارت ثبت مشخصات، تهویه مناسب، مجوز جوجه ریزی، وضعیت mg، وضعیت تراکم، ممنوعیت کاری، انجام واکسیناسیون، نژاد، مکان و فصل بودند. متوسط میزان تلفات در گله های مشمول پرداخت غرامت بیمه 5/23% (9/25% - 1/21 % : cl 95%) بود. نتایج مطالعه نشان داد که وجود حوضچه ی ضدعفونی در معبر ورودی باعث تأثیر معنی داری در کاهش تلفات می گردد (p<0/05). هم چنین ارزیابی تلفات در فصول مختلف نشان داد که میزان تلفات در فصول تابستان و پاییز 4/10% و 2/7% بیش تر از زمستان بود p<0/05)). نتایج به دست آمده نشان داد که از بین 178 پرونده، در 119 پرونده (8/66%) بیماری آنفلوانزا و در 88 پرونده (4/49%) بیماری نیوکاسل علت تلفات منجر به پرداخت خسارت بیمه محسوب می شوند. نتایج مطالعه ی حاضر و مطالعات مشابه در سایر نقاط کشور نشان می دهد که کنترل عوامل محیطی نامساعد و مدیریت صحیح به عنوان بخشی از برنامه امنیت زیستی نقش بسزایی در پیش گیری از رخداد بیماری های منجر به تلفات در واحدهای مرغداری دارد.

در چند دهه اخیر اختلالات اندام حرکتی به مشکلی اساسی در سطح گله های طیور گوشتی تبدیل شده است. در کنار عوامل مختلفی که در این رابطه نقش دارند، عوامل عفونی از اهمیت بیشتری برخوردارند. امروزه نکروز سر استخوان ران یا دژنراسیون سر استخوان ران به عنوان مسبب اصلی لنگش در جوجههای گوشتی مطرح است که توسط عوامل عفونی مختلف ایجاد می گردد. در این پایان نامه عوامل عفونی این بیماری مورد شناسایی و بررسی قرار گرفته است. در این تحقیق طی مدت 6 ماه، 450 لاشه متعلق به تلفات 86 گله ارسال شده به بیمارستان ماد ، 3 نمونه از تلفات هر گله که دارای جراحات مشخص - مورد بررسی کالبد گشایی قرار گرفتند. تعداد 4 بیماری بودند، انتخاب و برای کشت باکتری و سایر آزمایشات بیوشیمیایی به کار گرفته شدند. علاوه بر آن نمونه بافت آنها نیز برای تشخیص آسیب شناسی که در آینده انجام خواهد شد جمع آوری گشتند. نمونه مغز استخوان، ابتدا در محیط آگار خون دار کشت داده شدند. باکتری های میله ای گرم منفی به محیط مک کانکی آگار منتقل شدند و آزمایشات بیوشیمیایی لازم برای تعیین گونه آنها انجام شد. باکترهای کوکسی شکل گرم مثبت و کاتالاز مثبت در محیط مانیتول سالت آگار و باکترهای کوکسی شکل گرم مثبت و کاتالاز منفی در محیط بایل آسکولین آگار کشت داده شدند و آزمایشات بیوشیمیایی استاندارد جهت تایید گونه آنها انجام گرفت. در بررسی کالبد گشایی جراحاتی مرتبط با نکروز سر استخوان ران ، همچون تغییرات دژنراتیو در غضروف مفصلی، جداشدن غضروف مفصلی از اپیفیز، شکنندگی و از بین رفتن تمام یا بخشی از یک یا ه fhn هر دو سر استخوان ران مشاهده گردید. بر این اساس، تقریبا در در 305 لاشه متعلق به 61 گله تایید گردید. در آزمایشات باکتری شناسی از 61 نمونه کشت داده شده، 9 نمونه به دلایل مختلف حذف شدند. از 52 نمونه کشت باقی مانده ، 50 مورد باکتری اشریشیا کلی، 1مورد باکتری اشریشیا کلی به همراه استافیلوکوکوس اورئوس و 1 مورد اشریشیا کلی به همراه استافیلوکوکوس ساپروفیتیکوس شناسایی شدند. لازم به ذکر است که در هیچ موردی انتروکوک ها یا سایر باکتری ها جدا نگشتند. نتایج حاصل از به طور گسترده در سطح گلههای گوشتی وجود دارد که علاوه بر fhn این مطالعه نشان می دهد که تاثیر منفی بر آسایش و رفاه جوجه های گوشتی، زیان های مالی بسیار بالایی نیز بر دوش پرورش دهندگان خواهد گذاشت. بر اساس نتایج به دست آمده، اشریشیا کلی عامل عفونی اصلیِ بیماری است. این نتایج مطابق یافته سایر محققانی است که باکتری اشریشیا کلی را مسبب اصلی لنگش در طیور صنعتی معرفی کرده اند.

صنعت طیور یکی از بزرگ ترین صنایع پیشرو با اشتغال زایی بالا در ایران است، از این رو بررسی عوامل تهدید کننده آن بسیار حائز اهمیت است. همچنین طیور غیر صنعتی ( شامل: طیور زینتی، کبوتران و .... ) اخیراً جایگاه ویژه ای را در جوامع رو به توسعه از جمله ایران از نظر اقتصادی، اشتغال زایی و سرگرمی و حتی به عنوان مدل آزمایشگاهی پیدا کرده اند. مایکوپلاسما یکی از عوامل پاتوژن می باشد که سالانه موجب خساراتی در گله های طیور ودیگر پرندگان می شود. از این رو زمینه بررسی عوامل تاثیرگذار بر سلامت این پرندگان نیز پر اهمیت است. به پرندگان آسیب می رساند. این مطالعه بر روی پرندگان و همچنین لاشه های ارجاعی به بخش تخصصی طیور دانشکده دامپزشکی مشهد انجام پذیرفت. نمونه ها در دو تکرار به روش استاندارد سازمان بهداشت جهانی دام oie)) در محیط مایع pplo کشت داده شدند. سپس موارد مثبت به جهت بدست آوردن تک کلونی برروی محیط جامد pplo کشت داده شدند. استخراج dna به روش جوشاندن انجام گردید. با استفاده از pcr اختصاصی جنس با محصول 1013 جفت باز از ژن 16s rdna تعیین هویت در سطح جنس انجام شد. با پرایمر های اختصاصی گونه مایکوپلاسما که در اختیار بود مورد بررسی قرار گرفتند و مواردی که جدایه با هیچکدام از پرایمر های اختصاصی شناسایی نشد با آنالیز سکانس محصولات 1013 جفت بازی از ژن 16s rdnaو با مقایسه سکانس های ثبت شده در بانک ژن مورد بررسی و تعیین هویت قرار گرفت. طی این مطالعه 3 گروه پرندگان شامل: ماکیان، کبوترسا نان و پرندگان شکاری مورد بررسی قرار گرفتند. 60 نمونه تجمعی (pooled sample) از طیور شامل20 گله مرغ صنعتی گوشتی، 15 گله مرغ تخمگذار و 10 گله مرغ بومی، 8 گله شترمرغ و 7 گله بوقلمون بودند.که از پرندگان زنده سواب شکاف سقفی دهانی، مدخل نایی و از پرندگان مرده سواب نایی وکیسه های هوایی اخذگردید. از این گله ها به ترتیب 12، 5، 9، 2 و 3 نمونه در بررسی های باکتریولوژی و مولکولی مثبت بودند. در پرندگان در سطح گونه،12 نمونه m. iowae ، 6 نمونه m. meleagridis،10 نمونه m. synoviae،13 نمونه m. gallisepticum به روش pcr اختصاصی و 2 نمونه m. gallinaceum،2 نمونه m.gallopavonis، 2 نمونه m. verecundum،2 نمونه m. columborale با روش آنالیز سکانس وجود داشتند. در کبوتران 5 تا از16 نمونه برمبنای سکانس نوکلئوتیدی و در مقایسه با سکانس های ثبت شده در بانک ژن مثبت بودند. 4 نمونهm. cloumborale و 1 نمونه m. gallinaceum بودند. از43 نمونه جداشده از پرندگان شکاری مختلف، 11 نمونه بر اساس کشت و همچنین pcr اختصاصی مثبت بودند.2 نمونه mycoplasma buteonis، 4 نمونه mycoplasma falconis و 5 نمونه هم به هردو آلوده بودند.

درمانیسوس گالینه یا مایت قرمز طیور یک انگل خارجی مهم در ماکیان و پرندگان وحشی محسوب می شود و میتواند باعث ایجاد کم خونی، ضعف و کاهش رشد و تولید تخم مرغ گردد. در آلودگی های شدید باعث مرگ و میر در مرغ ها می شود. این مایت ها تنها بر روی تولید تخم مرغ اثر نمی گذارند، بلکه به عنوان یک ناقل عوامل پاتوژنیک از جمله ویروس آبله مرغی، ویروس نیوکاسل، اسپیروکتوزیس، پلوروم و تیفویید نیز مطرح است. از سموم شیمیایی عمدتا برای کنترل این مایت در فارم های آلوده استفاده می شود. علیرغم اثر گذاری بالا، قیمت پایین و در دسترس بودن ترکیبات شیمیایی، استفاده از آن ها با چالش های مهمی روبرو شده است. مقاومت مایت ها، باقی مانده مواد شیمیایی در غذاهای انسانی، قوانین سخت گیرانه و افزایش تقاضای مشتریان برای محصولات ارگانیک تنها بخشی از این چالش ها است. از این رو، برخی از محققین جایگزین هایی را برای سموم شیمیایی مورد مطالعه قرار داده اند. در سال های اخیر، توجهات و علایق زیادی به سمت طب گیاهی کشیده شده است. هدف از این مطالعه ارزیابی اثر روغن دانه درخت زیتون تلخ (meliaazedarach) روی درمانیسوس گالینه در شرایط آزمایشگاهی بود. میوه های این درخت بعد از جمع آوری، خشک و تبدیل به پودر شدند. مقدار 500 گرم از این پودر با 2لیتر هگزان توسط دستگاه سوکسله روغن کشی شد. از روغن غلظت های 25/0، 5/0، 1، 3، 5 و 10% تهیه شدند و اثر کشندگی آنها روی 20 مایت زنده با دو روش 1- پلیت و 2- اسپری مورد آزمایش قرار گرفت.در هر دو روش حلال های مورد استفاده روی گروه های کنترل آزمایش شدند.برای هر غلظت سه تکرار انجام شد. نتایج نشان داد میزان مرگ میر در گروه های درمان به صورت معنی داری بیشتر از گروه کنترل بود (p<0.05). رابطه مستقیمی بین غلظت و میزان مرگ و میر وجود داشت (p<0.05). ). اگر چه تفاوت معنی داری در میزان کشندگی غلظتهای مشابه در دو روش آزمایش دیده نشد ولی به نظر می رسد روش اسپری روشی کاربردی و آسانتر برای مطالعه آزمایشگاهی و نیز مطالعه در فارم می باشد.

1.امتیاز دهی به لاشه های مبتلا به انتریت نکروتیک: موارد درگیر بر اساس علایم کالبدگشایی موجود در روده بویژه ژژنوم شناسایی شده و با توجه به شدت جراحات امتیاز دهی میشود 2-جمع آوری تاریخچه کامل گله،توسط پرسشنامه. 3-جداسازی،کشت و تایپینگ: 1-جداسازی باکتری کلستریدیوم پرفرنجنس ازروده مرغ های تلف شده و یا درگیر با فرم حاد بیماری آنتریت نکروتیک که در این طرح شامل ده نمونه در طول یک سال میشود . 2- جداسازی باکتری کلستریدیوم پرفرنجنس ازروده مرغ های سالم و یا تلف شده بر اثرعواملی غیر از آنتریت که در این طرح شامل ده نمونه در طول یک سال میشود . 3- شناسایی حضور و یا عدم حضور ژن های توکسین cpa، cpb، etx وia ژن های مربوط به 4 توکسین اصلی آلفا، بتا، اپسیلون و یوتا که در تایپینگ مولکولی ایزوله های کلستریدیوم پرفرنجنس به کار گرفته میشوند و همچنین حضور و یا عدم حضور دو ژن توکسین cpe وcpb2 که به ترتیب مربوط به کلستریدیوم پرفرنجنس انتروتوکسین و بتا2 توکسین می باشند، با آزمایش multiplex pcr. 4- تعیین حضور یا عدم حضورژن netb در بین جدایه های کلستریدیوم پرفرنجنس جدا شده از گله های بیمار و سالم بوسیله آزمایش single pcr. تعیین حضور یا عدم حضورژن tpel در بین جدایه های کلستریدیوم پرفرنجنس جدا شده از گله های بیمار و سالم بوسیله آزمایش single pcr 5- مقایسه ی گله های سالم و درگیر با بیماری آنتریت نکروتیک از نظر مثبت یا منفی بودن در مورد وجود یا عدم وجود این توکسین ها. برای جداسازی باکتری کلستریدیوم پرفرینجنس از لاشه مرغ های مبتلا به آنتریت نکروتیک مراجعه داده شده به بخش طیور کلینیک دانشکده دامپزشکی ، بعد از کالبدگشائی و مشاهده جراحات تیپیک ، قسمتی از روده را که بیشتر درگیر است انتخاب نموده، ابتدا و انتهای قسمت مورد نظر را با نخ تمیز محکم گره زده و روده را از دو طرف گره ها قیچی می کردیم. سپس قطعه مورد نظر را به داخل آزمایشگاه منتقل ودر زیر هود و در مجاورت شعله عملیات مربوط به جداسازی باکتری را ادامه می دادیم. ا بتدا سطح سروزی روده لاشه های مبتلا تو سط تیغه اسپاتول داغ استریل می گردید . سپس موضع بوسیله بیستوری استریل برش داده می شد و توسط یک لوپ استریل مخاط روده تخریش و پس از تهیه گسترش میکروبی و انجام رنگ آمیزی گرم زیر میکروسکوپ مورد بررسی قرار می گرفت. شناسائی باکتری بر اساس روش های تشریح شده توسط سومانن و همکاران ( 1993 )، کوئین و همکاران ( 1994 ) و میلر وهمکاران ( 1998 ) صورت پذیرفت . در صورت مشاهده باسیل های گرم مثبت حاوی اسپور، تشخیص احتمالی اولیه بر مبنای کلستریدیوم پرفرینجنس قرارمی گرفت. برای جداسازی کلنی کلستریدیوم پرفرینجنس از نمونه هائی که در رنگ آمیزی گرم مثبت بودند بر روی پلیت آ گار خوندارحاوی7% خون دفیبرینه گوسفند کشت خطی داده می شد. سپس پلیت ها کشت داده شده در داخل جار بیهوازی (anaerobic jar, merck, germany ) بصورت وارونه قرار داده شدند. سپس گازپک a (anaerocult a, merck) در داخل جار بی هوازی قرارداده می شد و پس از ریختن 35 سی سی آ ب مقطر بر روی سطح گازپک برای شروع واکنش جذب اکسیژن، بلافاصله درب جار بی هوازی بسته و این جارها در انکوباتور به مدت 48 ساعت در دمای 37 درجه سانتیگراد قرار داده می شدند. برای تائید شرائط بیهوازی از استریپ های اندیکاتور در هر جار استفاده می گردید . (anaerotest, merck) بعد از این مدت درب جار را در زیر هود و کنار شعله باز و پلیت ها را مشاهده می کردیم. از کلونی های بزرگ صاف و گرد با قطر 2 تا 4 میلیمتر که ایجاد همولیز دو گانه (همولیز کامل در ناحیه داخلی و همولیز ناقص در ناحیه بیر ونی ) کرده بودند، جهت رنگ آمیزی گرم نمونه بر می داریم. باسیل های گرم مثبتی که در شرایط بیهوازی در آگار خوندار همولیز دو گانه ایجاد می کردند به عنوان باکتری کلستریدیوم پرفرنجنس مشخص می گردیدند . برای تائید تشخیص اولیه وهمچنین جداسازی کلنی خالص کلستریدیوم پرفرینجنس (در صورت خالص نبودن کشت اولیه) از نمونه هائی که بر روی پلیت آ گار خوندار همولیز دو گانه ایجاد کرده و در رنگ آمیزی گرم، باسیل گرم مثبت بودند بر روی محیط های اختصاصی رشد کلستریدیوم پرفرنجنس یعنیtsc یا tsn آگار کشت داده می شدند. بعد از کشت خطی بر روی پلیت های حاوی این محیط ها ، کلنی هائی با هسته مرکزی تیره رنگ مشاهده میشوند که بیانگر حضور باکتری کلستریدیوم پرفرینجنس می باشد. از کلونی های ذکرشده گسترش تهیه کرده و بس از رنگ آمیزی و مشاهده در زیر میکروسکوپ، اگر باسیل های گرم مثبت تیپیک کلستریدیوم پرفرنجنس به صورت خالص مشخص گشتند و نیازی به کشت مجدد نداشتند، برای نگهداری باکتری در 70- ، یک تک کلونی تیپیک در یک محیط براث مانند bhi به صورت بیهوازی کشت داده می شد و در 37 درجه به مدت24 ساعت انکوبه می گردید و پس از آن از محیط براث حاوی باکتری برداشت نموده و پس از ترکیب با گلیسرین در میکروتیوپ های مخصوص جهت نگهداری در فریزر 70- ، استفاده می شد. استخراج dna به روش boiling کریوتیوپ های جدایه های کلستریدیوم پرفرنجنسی که درفریزر 70 - نگهداری می شوند را خارج کرده، ابتدا برای چند ساعتی در فریزر 20- قرار داده وسپس در محیط آزمایشگاه قرارمیدادیم تا شوک ناشی از اختلاف دمای فریزر 70 – و محیط باعث از بین رفتن باکتری نشود. یک قطره از نمونه هایی که در محیط bhi به همراه گلیسرول در کریوتیوپ نگهداری می شوند در زیر هود لامینارو کنار شعله با آنس برداشت نموده و در محیط بلاد آگار یا tsn در شرایط بی هوازی کشت می دادیم. بعد از 24 ساعت یک تک کلونی تیپیک از باکتری را با آنس برداشت نموده و در 1 سی سی سرم فیزیولوژی موجود در میکروتیوپ 1.5 سی سی که از نوع dna &rna free بود کاملا حل کرده تا محلول کدری حاصل شود. برای بهتر حل شدن چند ثانیه مخلوط را ورتکس می کردیم. سپس با دور xg3000، 1 تا 5 دقیقه سانتریفیوژ کرده، باکتری ته میکروتیوپ جمع شده و مواد دیگر مثل آگار بالا می ماندند. محول رویی را خالی کرده دوباره 1 سی سی سرم فیزیولوژی استریل اضافه کرده و عمل شستشو را تکرار میکردیم تا موادی که ممکن است همراه باکتری برداشت کرده باشیم را حتی الامکان خارج نماییم. بعد از این که عمل شستشو را 2-3 بار تکرار کردیم و تخلیه نهایی محلول رویی ، 200 سی سی آب مقطر 2 بار تقطیر استریل اضافه میکردیم .دیواره باکتری ترکیده می شد.در این جا نیز مخلوط را خوب ورتکس می کردیم. سپس میکروتیوپ ها را در بن ماری یا حمام 100 درجه به مدت 20 دقیقه قرار میدادیم. در اینجا بهتر است بر روی درب میکروتیوپ ها به منظور پیشگیری از باز شدن در حین جوش در اثر فشاربخار با سوزن استریل سوراخ کوچکی ایجاد بنمائیم. بعد از جوشیدن بلافاصله میکرتیوپ ها را در فریزر 20- قرار می دادیم تا یک شوک حرارتی حاصل شود. سپس 10 دقیقه در دورxg 10000 سانتریفیوژ میکردیم، dna استخراج شده در بالای محلول قرار می گیرفت و پلیتی از مواد زاید در ته میکروتیوپ تشکیل می شد. محلول رویی را به آرامی با سمپلر برداشت کرده به طوریکه به پلیت تشکیل شده برخوردی نکند و در یک میکروتیوپ 0.5 سی سی dna &rna free نگهداری می کردیم تا در واکنش pcr از آن استفاده نماییم.

اکثر انتروکوک ها میزبان طبیعی دستگاه گوارش پرندگان، پستانداران و انسان هستند. امروزه با شیوع انتروکوک های مقاوم به آنتی بیوتیک ها و با پخش جهانی در پرنده ها و افزایش بیماری های مربوط به انتروکوک ها به خصوص انتروکوکوس فکالیس، انتروکوکوس فیسیوم، انتروکوکوس دورانس و انتروکوکوس هیره، که باعث بیماری های اندوکاردیت، سپتمی سمی حاد، عفونت های کیسه زرده، سلولیت، تورم پلک و ملتحمه، آرتریت، آمیلوئید مفصلی، استئومیلیت، سالپنژیت و سالپنژیت ـ پریتونیت که باعث ایجاد خسارات به علت مرگ و میر، کاهش عملکرد و نیز حذف لاشه های طیور می‎شوند. هدف این مطالعه جدا سازی انتروکوکوس ها از کلواک و محوطه دهانی پرندگان (ماکیان، طوطی سبز، دلیجه، سار، عقاب طلایی، کلاغ، مینا، کبوتر، قناری، فنچ آفریقایی، طوطی برزیلی، طوطی استرالیایی، اردک، طوطی کاسکو، کاکاتیل، بلبل هزار دستان، یاکریم، بالابان، قرقاول، کبک) و تعیین هویت تا حد گونه به روش تست های بیوشیمیایی، و همچنین تعیین الگوی مقاومت به انتی بیوتیک ها به روش دیسک دیفیوژن در گونه های ایزوله شده بود. در این مطالعه 56 گونه ایزوله جداسازی و تعیین هویت گردید که بیشترین گونه ایزوله به ترتیب انتروکوکوس فکالیس 67.8%، سپس انتروکوکوس فاسیوم 17.9%، انتروکوکوس موندتی 7.2%، انتروکوکوس گالیناروم 3.5%، انتروکوکوس رافینوسوس 1.8% و انتروکوکوس مالودراتوس 1.8% مشخص گردید. که از این 56 ایزوله 64.3% از پرندگان سالم و 35.7% از پرندگان بیمار با علائم اسهال، عدم وزن گیری، بی حالی و ژولیدگی پرها و عفونت تنفسی که به بیمارستان دامپزشکی مشهد مراجعه نموده، ، که %71.4 جدایه ها مربوط به نمونه های اخذ شده از کلواک و 28.6% از محوطه دهانی بوده است. همچنین در تعیین الگوی مقاومت آنتی بیوتیک به روش دیسک دیفیوژن انتروکوک ها به ترتیب بیشترین مقاومت دارویی به آنتی بیوتیک های سفازولین، سفتریاکسون،سفالکسین، فلومکوئین، تیامولین، اکسی تتراسایکلین، استرپتومایسین، و بیشترین حساسیت به آنتی بیوتیک های آموکسی سیلین و فلورفنیکول مشاهده گردید.

هدف این تحقیق مطالعه¬¬ی جداسازیِ استرپتوکوکوس¬های گروهc و d (غیرانتروکوکی) پرندگان (ماکیان، طوطی سبز، دلیجه، سار، عقاب طلایی، کلاغ، مینا، کبوتر، قناری، فنچ آفریقایی، طوطی برزیلی، طوطی استرالیایی، اردک، طوطی کاسکو، کاکاتیل، بلبل هزار دستان، یاکریم، بالابان، قرقاول، کبک) ارجاعی به بیمارستان دامپزشکی دانشگاه فردوسی مشهد و تعیین هویت تا حد گونه به روش تست¬های بیوشیمیایی و همچنین تعیین الگوی مقاومت به انتی بیوتیک¬ها به روش دیسک دیفیوژن در گونه¬های ایزوله شده بود. در این مطالعه 42 ایزوله جداسازی و تعیین هویت گردید که بیشترین گونه به ترتیب استرپتوکوکوس دیس آگالاکتیه 76%، سپس استرپتوکوکوس گالولیتیکوس5/9%، استرپتوکوکوس¬زواپیدمیکوس 7%، استرپتوکوکوس موتانس 5/4%، استرپتوکوکوس سوئیس 3% مشخص گردید. که از این 42 ایزوله 5/40% از پرندگان سالم و 5/59% از پرندگان بیمار با علائم اسهال، عدم وزن¬گیری، بی¬حالی و ژولیدگی پرها و عفونت تنفسی که به بیمارستان دامپزشکی مشهد مراجعه نموده، که 3/75% جدایه ها مربوط به نمونه¬های اخذ شده از کلواک و 7/24% از محوطه دهانی بوده است. همچنین در تعیین الگوی مقاومت آنتی بیوتیک به روش دیسک دیفیوژن، استرپتوکوکوس¬ها به ترتیب بیشترین مقاومت دارویی به آنتی بیوتیک¬های سفازولین، سفتریاکسون، سفالکسین، فلومکوئین، اکسی تتراسایکلین، استرپتومایسین، تیامولین، تایلوزین، داکسی سیکلین، نئومایسین و بیشترین حساسیت به ترتیب به آنتی بیوتیک¬های آموکسی سیلین، ونکومایسین، پنی سیلین و فلورفنیکول را نشان دادند.

در سال1977، این باکتری به عنوان مهم ترین عامل مولد کولیت با غشـای کاذب ناشی از مصرف آنتی بیوتیک ها شناخته شد. توکسین های a وb مهمترین فاکتورهای حدت c.difficile هستند. امروزه تحقیقات نشان داده اند که حیوانات خانگی و حیوانات پرورشی مزرعه به درجات مختلف می توانند به عنوان مخزنی از آلودگی قابل انتقال به انسان ، نقش ایفا کنند. صنعت پرورش شتر مرغ به عنوان بخشی از صنعت بزرگ طیور پرورشی ، در این مطالعه مورد توجه قرار گرفت. تعداد 100 نمونه ی مدفوع از 10 مزرعه پرورش شترمرغ، واقع در خراسان رضوی، از سنین مختلف گرفته شد. در جریان آماده سازی نمونه ها برای کشت ، آن ها تحت شوک به وسیله ی الکل خالص قرار می گرفتند. برای کشت، از محیط آگار کلمبیای پایه به همراه 5- 7%خون گوسفند استفاده می شد. سپس محیط های کشت داده شده، در دمای c° 37 و تحت شرایط بی هوازی به مدت 72 ساعت انکوبه می شدند. برای شناسایی توالی 16s rdna اختصاصی این گونه و ژن های tcda، tcdb، cdta و/یا cdtb از روش multiplex pcr و برای شناسایی و بررسی ژن tcdc از روش single pcr استفاده شد. تعداد 11 عدد (11%) از نمونه ها بعد از کشت از نظر الگوی رشد، شکل، رنگ، بو و قوام پرگنه ها، و شکل باکتری ها بعد از رنگ آمیزی گرم، آلوده به c.difficile تشخیص داده شدند که از آن تعداد، 10 عدد (10%) به واسطه ی pcr توالی 16s rdna، تأیید شدند. از نظر ژنوتیپ، 5 عدد (50%) از جدایه ها، دارای هر دو ژن tcda و tcdb و 2 عدد (20%) از جدایه ها فاقد ژن tcda و دارای ژن tcdb و سایر جدایه ها (3 عدد) فاقد هر دو ژن tcda و tcdb تشخیص داده شدند. هم چنین تمامی جدایه ها از نظر ژن های مولد cdt (cdta و/یا cdtb) منفی شناخته شدند. به علاوه محصول pcr از نوع 139 جفت- نوکلئوتید در single pcr بدست آمد. با توجه به پروفایل توکسینی به دست آمده در مطالعه حاضر و نتایج تحقیقات حسن زاده و همکارانش مبنی بر جداسازی این باکتری از گوشت شترمرغ، می توان دستگاه گوارش شترمرغ را به عنوان یکی از مخازن آلودگی گوشت این پرنده، به وسیله ی c.difficile در نظر داشت.