دیابت شیرین یک بیماری شایع در جوامع انسانی بوده و تعداد مبتلایان به آن همه ساله در حال افزایش است. این بیماری که سبب اختلال در متابولیسم مواد غذایی می گردد، به علت عدم ترشح مقدار لازم انسولین و یا مقاومت سلول های بافت هایی همچون کبد، عضله و چربی به انسولین ایجاد می شود. درمان هایی که در حال حاضر به کار می روند، سبب درمان قطعی دیابت نمی گردند. به همین دلیل یافتن راهی برای درمان همیشگی این بیماری امری ضروری به نظر می رسد. در همین راستا امروزه توجه بسیاری از محققین به سلول درمانی و استفاده از سلول های بنیادی معطوف گشته است. اما وجود برخی مشکلات از جمله عدم دسترسی آسان به این سلول ها، روش های پرهزینه استخراج و نیز کارآیی پایین آن ها در تمایز به سلول های مورد نظر، سبب شده تا دانشمندان به دنبال یافتن منابع سلولی جدید باشند. در این راستا پدیده ترمیم که در برخی از جانوران رخ می دهد، بسیار مورد توجه واقع شده است. زیرا اتفاق نظر بر این است که طی این پدیده، بافتی به نام بلاستما ایجاد می شود که دارای سلول هایی تمایز نیافته با ویژگی های سلول های جنینی می باشد. در این پژوهش سلول های حاصل از زخم گوش خرگوش های نژاد نیوزلندی و بومی مورد مطالعه قرار گرفته و برخی از ویژگی های سلولی آن ها با هم مقایسه شد. با توجه به قابلیت های بالای سلول های حاصل از گوش خرگوش سفید نژاد نیوزلندی، از آن ها جهت تمایز به سلول های مولد انسولین استفاده گردید. بدین منظور سلول ها در مجاورت محیط فاقد سرم با غلظت بالای گلوکز که حاوی نیکوتین آمید و بتامرکاپتواتانول بود، قرار گرفتند. اثبات تمایز این سلول ها با استفاده از بررسی های مورفولوژیکی، رنگ آمیزی اختصاصی با دیتیزون، رنگ آمیزی گیمسا و نیز اندازه گیری انسولین تولید شده توسط این سلول ها به اثبات رسید. از سوی دیگر قابلیت تمایزی این سلول ها با سلول های حاصل از گوش خرگوش بومی توسط رنگ آمیزی اختصاصی و اندازه گیری انسولین تولید شده توسط این سلول ها مورد مقایسه قرار گرفت. در آخرین مرحله نیز بیان ژن انسولین با استفاده از روش rt-pcr ارزیابی شد. تمامی نتایج به دست آمده، از جمله تولید ساختارهای شبه جزیره ای، رنگ پذیری توسط dtz، افزایش غلظت انسولین در محیط کشت و اثبات بیان mrna ژن انسولین توسط سلول های القاء شده، نشان از قابلیت تمایز بالای این سلول ها به سلول های مولد انسولین داشت. در مجموع می توان گفت اگر چه سلول های بلاستمایی هنوز به طور کامل تعیین هویت نشده و قابلیت های تمایزی آن ها به طور کامل روشن نیست، اما نتایج حاصل، امید بخش یافتن منابع سلولی جدید با خواص بنیادی و قابلیت تمایز بالا به سلول های مولد انسولین است تا شاید بتوان از آن ها جهت سلول درمانی استفاده کرد.

استفاده از سلول های بنیادی مزانشیمی در درمان بیماری های مختلف سال هاست که مورد توجه قرار گرفته است. اخیرا استفاده از سلول های بنیادی مزانشیمی برای درمان ناباروری به عنوان یکی از موارد سلول درمانی لحاظ شده است. در این مطالعه، سلول های بنیادی مزانشیمی از مغز استخوان رت نژاد ویستار جداسازی، کشت و سپس به بیضه رت های آزوسپرم شده به وسیله پیچش در بیضه تزریق شدند. در نهایت برای اولین بار، توانایی تمایزی این سلول ها در محیط بیضه در شرایط in vivo به وسیله مارکر های اختصاصی سلول های جنسی شامل oct4، dazl، vasa و c-kit در روش ایمونوهیستوشیمی مورد ارزیابی قرار گرفت. در این تحقیق بیان مارکر های پیش میوزی به روش ایمونوهیستوشیمی در سلول های مزانشیمی نشاندار شده پس از پیوند در بیضه مشاهده شد. حال آنکه در بیوپسی های گرفته شده از بیضه و ایمونوهیستوشیمی انجام شده در بافت، بیان مارکر های مربوط به سلول های جنسی بالغ مشاهده نشد که این نتایج حاکی از عدم تولید سلول های جنسی بالغ (یا اسپرم) در این آزمایش می باشد.

خلاصه به کارگیری نانومواد جدید برای کاربردهای زیستی و دارویی در سال های اخیر بسیار مورد توجه قرار گرفته است. به دلیل خواص فیزیکوشیمیایی بی نظیر نانولوله های کربنی، طیف وسیعی از آنها در کاربردهای کلینیکی و در تشخیص و درمان بیماری ها به طور بالقوه قابل استفاده می باشند. همچنین نانولوله های کربنی به عنوان حامل هایی برای انتقال مولکول های زیستی و دارویی در محیط in vitro قابل استفاده هستند. اخیرا تحقیقات در مورد رفتار نانولوله های کربنی در محیط in vivo در حال تکوین بوده و بنابراین مطالعه اثرات التهابی و سمیت آنها برای سلولها از اهمیت ویژه ای برخوردار است. از این رو تاثیرات آنها بر پاسخ های ایمنی هنوز در مراحل آغازین بررسی می باشد. در این تحقیق اثرات نانولوله های کربنی تک دیواره عامل دار شده با پلی اتیلن گلیکول (peg-swnt) روی پاسخ های التهابی سلول های مونوسیتی- ماکروفاژی thp-1انسانی از طریق اندازه گیری تغییرات بیان تعدادی از ژن های گیرنده های شناسایی الگو (prrs)در این سلول ها با روش real-time quantitative pcr مورد بررسی قرار گرفت. سلول های thp-1با غلطت های مختلف peg-swnt و در زمان های مختلف تیمار شدند. نتایج نشان داد که تیمار سلول های thp-1با غلظت های 10، 50 و 100 میکروگرم در میلی لیتر peg-swnt، باعث افزایش معنی دار بیان ژن های بیان کننده tlrs (tlr2 و tlr4)، cd14 و myd88در این سلول ها شده و در غلظت 200 میکروگرم در میلی لیتر peg-swnt منجر به کاهش بیان این ژن ها می گردد. افزایش بیان ژن های prrs مشاهده شده در این تحقیق نشان می دهد که نانولوله های کربنی باعث القای روند التهاب سلولی و افزایش بیان ژن های درگیر در این مسیر می شوند.

چکیده مطالعه در مورد رفتار سلول ها و برهم کنش آن ها با ماتریکس خارج سلولی جهت فهم بسیاری از فرآیندهای فیزیولوژیکی و پاتولوژیکی از قبیل تکوین جنین، متاستاز سلول هانی سرطان، تغییر وضعیت بافت، ترمیم بافت و پاسخ های ایمنی حائز اهمیت است. تحقیقات زیادی در مورد مکانیسم های حرکت و مهاجرت سلولی در مدل های دوبعدی صورت گرفته اند. در مطالعات دوبعدی حرکت سلول ها بصورت اتصال و جدا شدن از ماتریکس بوده و عملاً شرایط سه بعدی که در حالت in vivo حاکم هستند، وجود ندارند. بنابراین استفاده از مدل های سه بعدی، بهتر می تواند نمایانگر شرایط بافت های زنده جهت بررسی رفتارهای سلولی باشد. در این تحقیق از داربست مشتق شده از ماتریکس خارج سلولی (ecm) غضروف مفصلی به عنوان داربست سه بعدی جهت بررسی رفتار سلول های بافت بلاستما استفاده گردید. برای این کار ابتدا قطعات استوانه ای شکلی از غضروف مفصلی اپی فیز استخوان ران گاو تهیه شده و سپس با روش snap freezing و استفاده از دترژنت سدیم دودسیل سولفات (sds)، بافت حاصل سلول زدایی گردید. بررسی های بافت شناسی با هماتوکسیلین ـ ائوزین، آبی تولوئیدین، سافرانین o، پیکروسیروس رِد و همچنین رنگ فلورسنت dapi نشان داد که پس از سلول زدایی تنها ماتریکس خارج سلولی غضروف مفصلی باقی مانده و سلول ها بطور کامل حذف شده اند. همچنین با استفاده از پانچ لاله گوش خرگوش نر نژاد نیوزلندی، بافت بلاستما بصورت حلقه مانند جدا گردید. سپس حلقه بلاستمایی با داربست غضروفی سلول زدایی شده مونتاژ گردیده و در شرایط in vitro در محیط کشت نگهداری شدند. نمونه های مذکور در روزهای 4، 10، 20، 30 و 40 بعد از کشت مورد مطالعه بافت شناسی قرار گرفته و در نهایت با استفاده از تجزیه و تحلیل آماری تعداد و میزان سلول های نفوذ کرده در داربست غضروفی سلول زدایی شده، بررسی گردید. آنچه که در روزهای مختلف بعد از کشت مشاهده شد، نفوذ سلول های بافت بلاستمایی و تخریب بخشی از داربست سه بعدی غضروفی در حین نفوذ سلول ها بود. همچنین مشخص شد که بهترین زمان نفوذ سلول ها در داربست در روزهای دهم و بیستم بعد از کشت مشاهده گردید. نتایج حاصل از این تحقیق نشان می دهد که داربست مشتق شده از ecm غضروفی می تواند سوبسترای سه بعدی مناسبی را برای حرکت و مهاجرت سلول ها فراهم نموده و مدل مناسبی برای بررسی برهم کنش بین سلول ها و ماتریکس خارج سلولی در شرایط in vitro باشد. کلمات کلیدی: مهندسی بافت، ماتریکس سه بعدی غضروف، سلول زدایی، بافت بلاستما، مهاجرت سلولی، بر هم کنش سلول ـ ماتریکس

سلول ها و بافت های جانوری در شبکه ای پیچیده از مولکول های مختلف به نام ماتریکس خارج سلولی قرار گرفته اند که کنترل کننده رفتارهای سلولی از قبیل تکثیر، تمایز و مهاجرت سلولی می باشند. اختلافات موجود بین رفتارهای سلولی در محیط کشت دو بعدی و در شرایط سه بعدی حاکی از اهمیت استفاده از ریز محیطی مشابه با شرایط in vivo از نظر بعد، معماری و قطبیت سلولی می باشد. این نشان دهنده اهمیت استفاده از محیط های سه بعدی برای بررسی رفتارهای سلولی می باشد. در تحقیق حاضر از ماتریکس خارج سلولی مشتق شده از استخوان اسفنجی گاو به عنوان بستری برای سلول های بافت بلاستمایی استفاده شد. برای حذف سلول ها از بافت استخوان اسفنجی از روش فیزیکی و شیمیایی شامل، فریز- ذوب سریع و شوینده سدیم دودسیل سولفات (sds) استفاده گردید. با رنگ آمیزی های هماتوکسیلین- ائوزین ((h&e، پیکروسیروس رد و همچنین رنگ فلورسنت dapi، حذف سلول ها از بافت مورد نظر تائید شد. داربست مورد نظر سپس با حلقه های بافت بلاستمایی حاصل از پانچ گوش خرگوش نر نژاد نیوزلندی کشت داده شد. برای ارزیابی برهم کنش در زمان های مختلف شامل، 10،20، 30 و 40 روز پس از کشت، از رنگ آمیزی بافتی h&e و پیکروفوشین استفاده گردید. نتایج نمایانگر حضور سلول ها و چسبندگی آنها در اطراف ترابکولای استخوانی بوده و از طرفی این سلول ها قابلیت زنده ماندن تا روز چهلم در اطراف ترابکولای استخوانی را نشان دادند. این تحقیق نشان می دهد که داربست تهیه شده می تواند مدل مناسبی برای بررسی چسبندگی سلولی باشد اما مطالعات بیشتری برای تهیه داربست استخوانی مناسب به منظور مطالعه مهاجرت سلولی مورد نیاز است. کلمات کلیدی: ماتریکس خارج سلولی، استخوان اسفنجی، داربست، مهاجرت، چسبندگی، بافت بلاستمایی

بیماری های رگ های محیطی و عروق کرونر یکی از دلایل اصلی مرگ و میر در جوامع مختلف می باشند. تعداد معدودی از سرخرگ ها و سیاهرگ های خودی با ابعاد مناسب، به منظور جایگزینی با رگ های معیوب در دسترس هستند که نتایج پزشکی استفاده از آن ها چندان موفقیت آمیز نبوده و با مشکلات فراوان از قبیل نیاز به جراحی های مکرر با خطر و هزینه زیاد همراه است. به همین دلیل نزدیک به بیست سال است که تلاش به منظور ایجاد رگ های خونی به روش مهندسی بافت آغاز شده و یکی از تکنولوژی های امید بخش در طراحی بافت مناسب، مشابه با بافت سالم می باشد. داربست، سلول و فاکتورهای رشد سه رکن اصلی در مهندسی بافت می باشند. از آنجا که اکثر سلول های پستانداران وابسته به چسبندگی هستند، استفاده از داربست مناسب جهت کشت این سلول ها که دارای شبکه ای متخلخل به منظور عمل تغذیه رسانی سلول و دفع ضایعات سلولی به خارج داربست باشد، و زمینه تشکیل ماتریکس خارج سلولی و رگ زایی را فراهم نماید، بسیار مهم است. یکی دیگر از عناصر مورد نیاز در موفقیت مهندسی بافت، انتخاب سلول های مناسب می باشد. یکی از منابع سلولی، بافت بلاستما است که تجمعی از سلول های تمایز نیافته می باشد که در بخش هایی از پیکر بعضی موجودات زنده می توانند ایجاد گردند. این سلول ها قابلیت های تقسیم و تمایز سلولی را مشابه با سلول های بنیادی جنینی دارا می باشند. در این تحقیق آئورت گاو به عنوان داربست استفاده شد و چون تنها تاثیرماتریکس الاستیک بر روی بافت بلاستمایی مورد نظربود، سلول ها و کلاژن بافت آئورت با استفاده از محلول mg/ml50 برمید سیانوژن در70% فرمیک اسید حذف گردید و به این ترتیب داربستی بسیار متخلخل به دست آمد. سپس داربست های تهیه شده درون حلقه های بلاستمایی قرار داده شده و در محیط کشت به مدت 40 روز نگهداری شدند. نمونه برداری از بلاستما و داربست همراه آن هر ده روز یک بار صورت گرفت. مطالعات میکروسکوپی و آماده سازی نمونه ها بر اساس رنگ آمیزی های هماتوکسیلین- ائوزین و اورسئین- پیک ایندیگو کارمین- هماتوکسیلین، حذف سلول ها و رشته های کلاژن از داربست آماده شده را تایید نمود. علاوه بر این، مطالعات بافتی در روز دهم نفوذ سلول های بلاستمایی به داخل داربست الاستیک را نشان داد. در روز بیستم علاوه بر نفوذ، تقسیم و تمایز احتمالی سلول های بلاستمایی به سلول های فیبروبلاستی و میوسیت مشاهده گردید. نتایج در روز سی ام مشابه با روز بیستم بود و علاوه بر آن، تغییراتی از قبیل رگ زایی و شکل گیری بافت همبند نیز دیده شد. در روز چهلم، داربست و سلول های بلاستمایی احتمالا به دلیل مرگ سلولی از بین رفتند. بنا بر این نتایج نشان دادند که امکان تهیه یک داربست طبیعی الاستیک از آئورت به وسیله تیمار با برمید سیانوژن وجود دارد. این داربست می تواند دارای اثر القایی بر رفتارهای سلولی از قبیل مهاجرت، چسبندگی، تقسیم و احتمالا تمایز باشد. هرچند مطالعات بیشتری برای اثبات هویت سلول ها و سایر ویژگی های این داربست و همچنین امکان استفاده از آن در روش های مهندسی بافت عروقی مورد نیاز است.

وقایع استرس زا می توانند تغییراتی را در سیستم های ایمنی، درون ریز، قلبی-عروقی و عصبی ایجاد نموده و به این ترتیب پاسخ استرس را بوجود آورند. استرس ممکن است در تغییر قابلیت و عملکرد سلول ها نقش داشته و بنابراین در ایجاد بیماری ها درگیر باشد. چنین تغییراتی ممکن است باعث القاء آسیب dna شده و یا قابلیت سلول ها برای پاسخ به آن ها را تحت تأثیر قرار دهند. آسیب dna که بوسیله استرس القاء می شود، یک مکانیسم احتمالی در شروع سرطان است. هدف این مطالعه بررسی اثر هورمون های استرس در ایجاد آسیب dna در شرایط in vitro در سلول های غیر ایمنی می باشد. بدین منظور سلول های فیبروبلاستی l929 در محیط کشت dulbeccos modified eagles medium حاوی 10% سرم جنینی گاو و در فضای مرطوب حاوی 5% co2 کشت داده شدند. سلول ها به 4 گروه آزمایشی شامل کنترل، گروه تیمار با غلظت های مختلف وین بلاستین، گروه تیمار با غلظت های مختلف هیدروکورتیزون و گروه تیمار با غلظت های مختلف هیدروکورتیزون همراه با یک دوز وین بلاستین تقسیم بندی شدند. سه ساعت پس از تیمار های فوق، به سلول ها cytochalasin b افزوده شد تا تقسیم سیتوپلاسمی سلول ها متوقف شود. پس از 24 ساعت سلول ها برداشت شده و بر روی لام فیکس گردیدند. بعد از رنگ آمیزی گیمسا، در هر لام حداقل 1000 سلول دو هسته ای شمارش گردید و درصد سلول های دو هسته ای دارای میکرونوکلئوس محاسبه شد. مقایسه درصد میکرونوکلئوس در سلول های تیمار شده با غلظت های مختلف هیدروکورتیزون و گروه کنترل نشان داد که تفاوت قابل توجهی بین این دو گروه وجود نداشت .(p>0.05) اما binary index بعد از تیمار با هیدروکورتیزون کاهش یافت، بنابراین هیدروکورتیزون ممکن است تکثیر سلولی را کاهش دهد. مقایسه نتایج حاصل از گروه های هیدروکورتیزون-وین بلاستین با گروه وین بلاستین نشان داد که غلظت های بالاتر هیدروکورتیزون در مجاورت وین بلاستین، میزان آسیب قابل توجهی نسبت به این گروه ایجاد نمودند، بنابراین استرس سلول های l929 را نسبت به اثرات آنیوژنیک وین بلاستین حساس تر نموده است. مطالعات دیگری نیز گزارش کردند که هیدروکورتیزون باعث القاء تبادلات کروماتید های خواهری ، ناهنجاری های کروموزومی و میکرونوکلئوس در سلول های لنفوسیت انسانی و مغز استخوان موش شد. همچنین القاء این آسیب ها برای دگزامتازون در سلول های لنفوسیت انسانی نیز گزارش شده است. اگر چه تست میکرونوکلئوس برای ارزیابی آسیب های کروموزومی نسبت به دیگر تکنیک ها بهتر است اما استفاده از شمارش اتوماتیک با استفاده از تجزیه وتحلیل تصاویر میکروسکوپی و همچنین فلوسیتومتری به تسریع شمارش کمک می کند. همچنین استفاده از مواد مهار کننده عملکرد گلوکوکورتیکوئید ها می تواند به تأیید نتایج کمک کند.

بررسی هیستولوژیک برهم کنش های میان سلول های بنیادی مزانشیمی رت ویستار با داربست لثه انسان در شرایط in vitro مقدمه: اهمیت مهندسی بافت در دندانپزشکی برگرفته از نیازهای بیشمار آن در بافتهای حفره دهانی از جمله استخوان، غضروف، مخاط دهانی، پالپ و غدد بزاقی میباشد. با اینکه چندین نوع داربست از جمله ماتریکس های کلاژنی و درم سلولزدایی شده انسان برای مهندسی بافت دهان تولید شدهاند، اما هیچ کدام از داربستهای موجود از منشأ بافتهای دهانی نمیباشند. تفاوت در منشأ بافت ممکن است رفتارهای سلولهای کشت شده بر روی داربست را تحت تأثیر قرار دهد. بدین ترتیب تهیه داربستی با منشأ بافت های دهانی مانند لثه و کام ضروری به نظر میرسد. مواد و روش ها: برای وصول به این هدف، بافتهای لثه از درمان های دندانپزشکی، ترمیمی-پروتز و جراحی های دندان عقل نهفته در کلینیک تخصصی دندانپزشکی تهیه شدند. برای تهیه داربست، بافت ها با استفاده از روش های مختلف فیزیکی و شیمیایی سلول زدایی مورد مطالعه قرار گرفتند. استفاده از انجماد آهسته در دمای صفر درجه و انجماد سریع در ازت مایع، سپس سدیم دودسیل سولفات 1% به مدت 24 ساعت و تریتون x-100 1% به مدت 12 ساعت به عنوان بهترین روش سلول زدایی برای تهیه داربست از لثه انسان، در نظر گرفته شدند. داربستها پس از مراحل شستشو و استریلیزاسیون، با دو میزان متفاوت 104×8 وcells /cm2 105×8 از سلول های بنیادی مزانشیمی گرفته شده از مغز استخوان رت کشت شدند. از داربست های تهیه شده قبل و پس از گذشت 1، 2، 4 و 6 هفته از کشت با سلول های بنیادی مزانشیمی مقاطع میکروسکوپی تهیه و با رنگ آمیزی های مختلف بررسی گردید. همچنین تعدادی از داربست ها با استفاده از میکروسکوپ الکترونی نگاره و گذاره مورد مطالعه قرار گرفتند. نتایج: مشاهده مقاطع رنگ آمیزی شده حاصل با میکروسکوپ نوری روشن کرد که هسته ها و اجزای سلولی از بافت خارج گردیده و اپیتلیوم به شکل یک توری خالی از سلول باقی مانده است. بررسی با رنگ آمیزی های مختلف، همچنین با میکروسکوپ الکترونی نگاره مشخص کرد که طی فرآیند سلول زدایی، رشته های کلاژن در بافت همبند سالم مانده اند. مطالعه داربست ها پس از کشت با سلول های بنیادی مزانشیمی با استفاده از میکروسکوپ نوری و الکترونی نفوذ سلولی، مهاجرت سلول ها به مجاورت پاپیلاهای بافت همبند و بقایای عروق خونی، تشکیل ساختارهایی شبیه اپیتلیوم و تقسیم سلولی را نشان داد. بررسی های آماری داربست ها 1، 2، 4 و 6 هفته پس از کشت نشان داد که تراکم سلولی در هفته اول و دوم در داربست های کشت شده با cells /cm2 105×8 (hd) نسبت به داربست های کشت شده با cells /cm2 104×8 (ld) بطور معناداری (p<0.05) بیشتر می باشد. تراکم سلولی در هر دو داربست در هفته دوم افزایش معنادار و در هفته چهارم و ششم پس از کشت نیز کاهش معناداری (p<0.05) را نشان داد. بحث: با توجه به نتایج حاصل، داربست تهیه شده از لثه انسان طی مراحل آماده سازی سالم مانده و توانست موجب القای تکثیر، تمایز و مهاجرت سلول های بنیادی مزانشیمی گرفته شده از مغز استخوان رت گردد. از اینرو داربست حاصل از لثه انسان، می تواند بستر مناسبی جهت بررسی رفتارهای سلولی باشد. البته آزمایشات بیشتر جهت تعیین ماهیت سلول های تمایزیافته می توانند به پیشرفت دانش ما در رابطه با برهم کنش های سلول-ماتریکس کمک کنند.

برخلاف دوزیستان urodeles که در صورت قطع دست و پا، قابلیت ترمیم این ساختار ها را دارند، پستانداران دارای ظرفیت ترمیمی محدودی می باشند. علاوه بر این محدودیت در ترمیم، در حال حاضر درمان قطعی برای بسیاری از بیماری های دژنراتیو و نقص های ژنتیکی وجود ندارد. بنابراین پزشکی ترمیمی در پی یافتن منابع سلولی مناسب برای درمان بسیاری از بیماری های علاج ناپذیر و یا بازسازی آسیب های وارد شده به بیماران می باشد. برنامه ریزی مجدد سلول های سوماتیکی بیماران به حالت پرتوان، می تواند یک منبع سلولی مناسب را برای کاربرد در پزشکی ترمیمی فراهم نماید. تاکنون چندین روش به منظور القاء برنامه ریزی مجدد در سلول های سوماتیکی بکارگرفته شده اند که یکی از این روش ها تکنولوژی سلول های بنیادی پرتوان القایی (ips) می باشد. یکی از مهمترین موانع پیش روی کاربرد این سلول ها در کلینیک، استفاده از ناقل های ویروسی برای انتقال فاکتور های القاء کننده برنامه ریزی مجدد به سلول های سوماتیکی می باشد. بنابراین پیدا نمودن ترکیبی از مولکول های کوچک با توانایی جایگزینی فاکتور های برنامه ریزی مجدد اگزوژن، هدف نهایی تحقیقات صورت گرفته در زمینه تولید سلول های ips می باشد. در این پژوهش، روشی جدید به منظور القاء تمایز زدایی بکار گرفته شد. خرگوش به دلیل توانایی تشکیل بلاستما، قادر به ترمیم سوراخ های ایجاد شده در گوش خود می باشد. در این پژوهش به منظور القاء تمایز زدایی از conditioned medium (cm) حاصل از بافت در حال ترمیم گوش خرگوش استفاده شد. ابتدا تمایز در سلول های ntera-2 (nt2) با استفاده از غلظت 5-10 مولار رتینوئیک اسید القاء گردید. سپس از روش های نیمه کمی rt-pcr و real-time pcr، به منظور بررسی تغییرات بیانی در ژن های پرتوانی (oct4، sox2 و nanog) و تأیید اثر cm حاصل از بافت در حال ترمیم گوش خرگوش در القاء تمایز زدایی استفاده گردید. مشخص شد که تیمار سلول های nt2 تمایز یافته با این cm، می تواند منجر به القاء بیان این ژن های پرتوانی (بخصوص oct4 و nanog) شود. به صورت خلاصه، در این پژوهش یک روش ساده، سریع و در عین حال نسبتاً ایمن، به منظور القاء تمایز زدایی معرفی شد که در مقایسه با تکنولوژی ips، وابسته به استفاده از سازه های ویروسی به منظور القاء تمایز زدایی نمی باشد. شناسایی فاکتور های محلول موجود در cm با قابلیت القاء تمایز زدایی، ممکن است منجر به معرفی ترکیبی جدید از مولکول های کوچک گردد که با بکارگیری آن ها نیازی به استفاده از ناقل های ویروسی در تکنولوژی ips نباشد.

چکیده: پستانداران ظرفیت محدودی برای ترمیم بافت ها و اندام هایشان دارند. یکی از مکانیسم های موثر در ترمیم، تمایز زدایی است. تمایز زدایی شامل برگشت سلول کاملا تمایز یافته به یک مرحله کمتر تمایز یافته است. برنامه نویسی مجدد سلول های سوماتیک تمایز یافته به سلول های پر توان از جمله روش های نوید بخش در پزشکی ترمیمی به حساب می آید. چند سال پس از تولید سلول های بنیادی پر توان القایی (ipscs) توسط گروه یاماناکا در سال 2006، مشخص شد که برخی فاکتورهای رشد و یا ملکول های کوچک از جمله ویتامین c قادر به افزایش کارایی فرآیند باز برنامه نویسی می باشند. زجاجیه در پستانداران دارای حدود 98 تا 7/99% آب و شبکه ای از فیبریل های کلاژن، اسید هیالورونیک و موادی از جمله نمک ها، گلوکز، اسید آسکوربیک، پلی پپتید ها و پروتئین هایی مانند آلبومین، ترانسفرین و ایمنوگلوبولین g می باشد. در این تحقیق سلول های ntera2 به مدت سه روز با اسید رتینوئیک 5-10 مولار تیمار شده و به صورت نسبی تمایز یافتند سپس این سلول های تمایز یافته با 5/7% زجاجیه (رقیق شده در محیط کشت) به مدت سه روز تیمار شده و در ظروف کشت شش خانه ای کشت شده و پس از سه و نه روز، با لام نئوبار شمارش شدند. در مرحله بعد سلول های تمایز یافته با مقادیر مختلف زجاجیه برای شش روز تیمار شدند. چرخه سلولی با استفاده از pi) propidium iodide) و فلوسایتومتری آنالیز شده و در نهایت بیان آنتی ژن های سطحی شامل ssea1، ssea3 و tra-1-81 با فلوسایتومتری بررسی شد. نتایج نشان داد که تیمار با اسید رتینوئیک باعث کاهش تعداد سلول ها در مقایسه با سلول های ntera2 تیمار نشده گردید، در حالی که این تعداد پس از تیمار با زجاجیه تا حدودی جبران شد و افزایش یافت. در تست pi نیز افزایش در فاز s چرخه سلولی پس از تیمار با زجاجیه مشاهده شد. مقدار بیان آنتی ژن های سطحی ssea3 و tra-1-81 (نشانگرهای عدم تمایز) نیز در سلول های تمایز یافته کاهش یافت در حالی که پس از تیمار سلول های تمایز یافته با 15% زجاجیه، بیان این آنتی ژن ها به حالت مشابه در سلول های ntera2 برگشت. با توجه به نتایج به دست آمده می توان زجاجیه را به عنوان ترکیبی موثر در بهبود فرآیند تمایز زدایی و باز برنامه نویسی به شمار آورد. مطالعات بیشتر جهت تعیین مواد موثر در زجاجیه و تعیین مکانیسم عمل آن ها مورد نیاز می باشد. کلمات کلیدی: زجاجیه، ntera2، تکثیر، تمایز زدایی

سلول های بنیادی، سلول های تمایز نیافته ای هستند که در بسیاری از اندام ها و بافت های بدن جانوران وجود دارند. این سلول ها در اثر تقسیمات میتوز، سلول های مشابه را ایجاد کرده و می توانند برای مدت زمان نامحدودی خود نوسازی نمایند. تحت شرایط فیزیولوژیک خاص و فاکتورهای ویژه، این سلول ها القا شده و تمایز می یابند. سلول های بنیادی بر اساس منشا به دو دسته سلول های بنیادی جنینی و سلول های بنیادی بالغ تقسیم می شوند. استفاده از سلول های بنیادی جنینی به علت قابلیت تکثیر زیاد ممکن است بعد از پیوند باعث ایجاد تومور در شرایط in vivo شود. به علاوه استفاده از این سلول ها دارای مشکلات اخلاقی نیز می باشد. به همین خاطر امروزه در عرصه علم سلولی و ملکولی، تلاش های زیادی جهت برنامه نویسی مجدد سلول های بالغ و یا تمایز یافته به سلول های بنیادی جنینی یا شبه جنینی، به منظور استفاده در مصارف پزشکی و درمانی و همچنین تحقیقات بنیادی در حال انجام شدن است. دست یابی به یک مدل سلولی مناسب و همچنین روش های برنامه نویسی مجدد که با سهولت بیشتر و هزینه های کمتری انجام شوند، از موضوعات مورد توجه دانشمندان می باشد. بر این اساس در این پروژه، از رده سلولی ntera-2 که از تومورهای زایشی انسان بدست می آید و دارای خصوصیات تمایزی بالایی برای تبدیل شدن به رده های سلولی سوماتیک در حضور عوامل القایی است، بعنوان یک مدل جدید برای برنامه نویسی مجدد سلولی استفاده شده است. در این پروژه، سلول های ntera-2 در حضور اسید رتینوئیک (ra) به سمت سلول های عصبی تمایز داده شدند و با تاثیر conditioned medium حاصل از کشت سلول های بلاستمای لاله گوش خرگوش سفید نیوزلندی بر روی سلول های عصبی مشتق شده از سلول های nt2، القاء درجاتی از برنامه نویسی مجدد سلولی مشاهده گردید. سپس تغییرات میزان بیان فاکتور های اختصاصی سلول های بنیادی جنینی همچونssea-1 ، ssea-3، tra-1-60، tra-1-81 و همچنین فاکتور بنیادینگی داخل هسته ای oct3/4 با استفاده از تکنیک های فلوسایتومتری و ایمنو سیتوشیمی، مورد ارزیابی قرار گرفت و نتایج نشان داد این روش می تواند باعث ایجاد درجاتی از برنامه نویسی مجدد گردد.

روش های متعددی برای آشکارسازی جهش های تک نوکلئوتیدی ابداع گردیده است. اندونوکلئاز cel ii یک گلیکوپروتئین خارج سلولی است که از گیاه کرفس متعلق به خانواده چتریان جداسازی شده است. این آنزیم از قابلیت تکنیکی بسیار مطلوب در برش dna هترودوپلکس برخوردار است که آن را بسیار ارزشمند می نماید. جنبه های کاربردی آنزیم cel ii در مطالعات جهش های نقطه ای، تقاضای جهانی قابل توجهی را برای آن بوجود آورده و با توجه به اهمیت این آنزیم، این تحقیق با هدف دست یابی به اطلاعات توالی رمز کننده mrna این آنزیم و همسانه سازی این توالی از گیاه کرفس انجام پذیرفت. در واقع انجام این تحقیق به عنوان گام اول در راستای تولید cel ii نوترکیب در ایران، امری مهم بود. برای کلون کردن ژن cel ii پس از استخراج rna و سنتز cdna، قطعه ژن cel ii تکثیر شد. پس از تهیه پلاسمید ptz57r/t، واکنش لیگاسیون انجام شد و پس از تهیه سلول های مستعد پذیرش پلاسمید، محصول واکنش لیگاسیون جهت آزمایش کلنینگ به کار برده شد. از آن جایی که پلاسمید ptz57r/t دارای ژن مقاومت به آمپی سیلین می باشد، پس از انجام واکنش کلنینگ باکتری های e.coli سویه dh5? در محیط کشت جامد حاوی آنتی بیوتیک آمپی سیلین کشت داده شدند. از رسوب های حاوی ماده x-gal و iptg جهت تشخیص کلنی هایی که cdna مربوط به ژن cel ii وارد شده به پلاسمید ptz57r/t را دریافت نمودند استفاده شد. جهت تایید اولیه صحت همسانه سازی، پس از کشت خطی کلنی های سفید در محیط کشت جامد حاوی آمپی سیلین، واکنش colony pcr جهت تایید وجود قطعه cdna درون پلاسمید ptz57r/t انجام گرفت. سپس جهت بررسی بیشتر و تایید نهایی همسانه سازی، پلاسمید استخراج شد و برای تعیین توالی بصورت رفت و برگشت با پرایمرهای عمومی ارسال شد. هر دو توالی تعیین شده از دو سر قطعه کلون شده با توالی گزارش شده همردیف گردید و مشخص شد که هر دو توالی خوانده شده مربوط به ژن cel ii می باشد و با آن همولوژی کامل دارد.

مقدمه: ماتریکس خارج سلولی شامل مجموعه ی پیچیده ای از پروتئین های ساختاری و عملکردی می باشد که نقش مهمی در ریخت زایی بافت و اندام، حفظ سلول، مهاجرت، تکثیر و ترمیم زخم ایفا می کنند. تحقیقات زیادی در مورد مکانیسم های حرکت و مهاجرت سلولی در مدل های دوبعدی صورت گرفته است. که با توجه به تفاوت این مدل ها با شرایط in vivoاستفاده از مدل های سه بعدی، بهتر می تواند نمایانگر شرایط بافت های زنده جهت بررسی رفتارهای سلولی باشد. در این تحقیق از داربست مشتق شده از ماتریکس خارج سلولی (ecm) پانکراس گاو به عنوان داربست سه بعدی جهت بررسی رفتار سلول های بافت بلاستما استفاده گردید. مواد و روش ها. برای این کار ابتدا نمونه های پانکراس به قطعات کوچک تقسیم شده و سپس با روش انجماد – ذوب مکرر و استفاده از شوینده یونی سدیم دودسیل سولفات (sds)1% به مدت 24 ساعت بافت حاصل سلول زدایی گردید. بررسی بافت شناسی با رنگ آمیزی هماتوکسیلین- ائوزین، پیکروسیروس رد، پیک ایندیگو، پیکروفوشین انجام گردید. همچنین با استفاده از پانچ لاله گوش خرگوش نر نژاد نیوزلندی، بافت بلاستما به صورت حلقه مانند جدا گردید. سپس حلقه بلاستمایی با داربست پانکراس سلول زدایی شده، مونتاژ گردیده و در شرایط in vitro در محیط کشت نگهداری شدند. نمونه های مذکور در روزهای 5، 10، 15، 20، 25 و 30 بعد از کشت، مورد مطالعات بافت شناسی قرار گرفتند. نتایج: آنچه در روزهای مختلف بعد از کشت مشاهده شد، نفوذ سلول های بافت بلاستمایی و تخریب بخشی از داربست سه بعدی پانکراس در حین نفوذ، تکثیر و ترشح احتمالی سلول ها بود. همچنین بهترین زمان نفوذ سلول ها در داربست در روزهای 20 و 25 بعد از کشت مشاهده گردید. این بررسی نشان داد که ماتریکس سلول زدایی شده پانکراس، دارای اثرات القا کننده بر مهاجرت سلول های بافت بلاستما می باشد و می تواند به عنوان یک داربست طبیعی جهت کاربردهای احتمالی در مطالعات مهندسی بافت بکار رود

بر هم کنش سلول- ماتریکس در شرایطin vivo، فرآیندی پیچیده، پویا و دوطرفه است. سلول ها خود، ماتریکس خارج سلولی را تولید و بازآرایی می کنند و به واسطه ارتباط با مولکول های ماتریکس خارج سلولی، به طور مداوم در حال دریافت اطلاعات از محیط اطرافشان هستند. داربست های ecm که از سلول زدایی بافت ها حاصل شده، اجزای ساختاری اصلی ماتریکس خارج سلولی را دارا می باشند. در پژوهش حاضر از ماتریکس خارج سلولی درم پوست به عنوان ماتریکس سه بعدی جهت مطالعه رفتار سلول های بافت بلاستما استفاده گردید. بافت بلاستمای خرگوش، مجموعه ای از سلول های تمایز نیافته با ویژگی سلول های جنینی است که قابلیت ترمیم بافت های از دست رفته لاله گوش خرگوش را دارند. به منظور تهیه داربست درمی فاقد سلول، قطعات پوستی خرگوش با استفاده از روش انجماد- ذوب سریع و شوینده سدیم دودسیل سولفات سلول زدایی گردیدند. سپس سلول زدایی کامل بافت و انسجام آن به کمک بررسی های بافت شناسی تأیید گردید. حلقه بلاستما نیز طی دو مرحله پانچ لاله گوش خرگوش نر نژاد نیوزلندی تهیه و پس از مونتاژ با داربست درم فاقد سلول، کشت داده شد. نمونه های مذکور در روزهای 5، 10، 15، 20 و 25 پس از کشت مورد مطالعات بافت شناسی قرار گرفتند. نتایج این مطالعات، حاکی از نفوذ سلول های بافت بلاستما به درون داربست، 5 روز پس از کشت و تشکیل ساختارهایی شبیه فولیکول های مو، ایجاد یک لایه تک سلولی در حاشیه داربست درمی و نیز تشکیل ساختارهای شبه عروق خونی، 15 روز پس از کشت بود. پس از 20 روز قرارگیری در محیط کشت، لایه تک سلولی ایجاد شده در روز 15، ضمن چند لایه ای شدن، ساختاری مشابه اپیدرم را تشکیل داده بود. با توجه به نتایج حاصل، داربست درم فاقد سلول، موجب القای مهاجرت و احتمالا تمایز در سلول های بافت بلاستما گردید. از اینرو داربست حاصل از درم پوست می تواند مدل سه بعدی مناسبی به منظور بررسی رفتارهای سلولی در شرایط in vitro باشد.

مطالعات متعدد بر روی گروه های قومی مختلف، ارتباط قوی بین دیابت ملیتوس نوع 2 (t2dm) و تغییرات ژن های فاکتور های رونویسی tcf7l2 و pdx-1 را گزارش کرده اند. tcf7l2 یکی از اجزای کلیدی مسیر پیام رسانی wnt است که نقش مهمی در تنظیم بیـان ژن پروگلوکاگن و ترشح محصول این ژن (glp-1) توسط سلول های l درون ریز روده باریک دارد. glp-1 یک هورمون اینکرتین مهم است و باعث آزاد سازی انسولین از سلول های بتای پانکراس می گردد. pdx-1 یک فاکتور رونویسی است که در سلول های بتای پانکراس بیان می شود و در تکوین جنینی اولیه پانکراس و در تنظیم رونویسی ژن های مربوط به بخش درون ریز پانکراس مثل انسولین، انتقال دهنده گلوکز-2 (glut2) و گلوکوکیناز دخالت دارد. از آنجا که فاکتورهای رونویسی pdx-1 و tcf7l2 هرکدام به گونه ای با بیان و ترشح انسولین مرتبط اند تا کنون تلاش های زیادی برای کشف ارتباط بین پلی مورفیسم های این ژن ها و دیابت نوع دو صورت گرفته است. در این تحقیق نیز ارتباط بین پلی مورفیسم های rs12255372 و d76n به ترتیب با روش های rflp-pcr و arms-pcr در ژن های tcf7l2 و pdx-1 با دیابت نوع 2 در یک جمعیت مبتلا به دیابت ساکن مشهد بررسی شد. dna ژنومی از گلبول های سفید 170 بیمار دیابتی نوع دو و 74 فرد سالم استخراج شد و قطعه مورد نظر از هر ژن با استفاده از آغازگرهای اختصاصی آن ها با روش های rflp-pcr (در ژن tcf7l2) و arms-pcr (در ژن pdx-1) تکثیر یافت. محصولات pcr قطعه مورد نظر از ژن tcf7l2 توسط آنزیم tsp509i هضم شدند. محصولات هضم آنزیمی ژن tcf7l2 و arms-pcr مربوط به ژن pdx-1 بر روی ژل آگارز مورد ارزیابی قرار گرفته و با توجه به الگوی تشکیل باندها، طبیعی و یا جهش دار بودن نمونه ها به صورت هموزیگوت و یا هتروزیگوت مشخص شد. نتایج حاصل از این تحقیق نشان می دهد کـه در پلی مورفیـسم rs12255372 افـراد حامل الل جهش یافته t، 668/2 برابر بیشتر از افراد فاقد این الل و در پلی مورفیسم d76n افراد دارای الل جهش یافته a، 93/3 برابر بیشتر از افراد فاقد این الل در معرض خطر ابتلا به دیابت نوع دو قرار دارند.

مقدمه: مهندسی بافت حوزه مطالعاتی جدیدی است که در آن اصول مهندسی و زیست شناسی جهت اصلاح بافت آسیب دیده بکار گرفته می شود. ماتریکس خارج سلولی (ecm) یک جزء کلیدی در نگهداری و بازسازی بافت ها و اندام ها بوده و دارای اثرات القایی بر بسیاری از رفتارهای سلولی می باشد. هدف این مطالعه، بررسی برهم کنش بافت بلاستمای حاصل از لاله گوش خرگوش با ماتریکس مری سلول زدایی شده موش صحرایی می باشد. بافت بلاستما تجمعی از سلول های تمایز نیافته است که قابلیت تقسیم را مشابه سلول های جنینی دارا می باشد. مواد و روش ها: پس از برداشت مری از موش صحرایی نر نژاد ویستار، ترکیبی از روش های فیزیکی و شیمیایی سلول زدایی شامل تکنیک انجماد و ذوب مکرر در ازت مایع و استفاده از دو شوینده سدیم دودسیل سولفات (sds) و triton x-100 انجام گرفت. برای دست یابی به بهترین میزان حذف سلولی و در عین حال حفظ محتوای ماتریکس، درصدهای مختلفی از sds و triton x-100 در بازه های زمانی متفاوت مورد آزمایش قرار گرفت. پس از تهیه داربست، بافت بلاستما با دو مرحله پانچ با فاصله زمانی 48 ساعت از گوش خرگوش به دست آمد. پس از مراحل شستشو، داربست های سلول زدایی شده درون حلقه ها مونتاژ و کشت داده شدند. در نهایت، مطالعات بافت شناسی جهت بررسی مهاجرت سلول های بافت بلاستمایی به داربست، در روزهای متفاوت پس از کشت انجام گرفت. نتایج: مطالعات بافت شناسی نشان داد که در بهترین حالت، استفاده از triton x-100 1% به مدت 48 ساعت و به دنبال آن تیمار با sds 5/0% به مدت 48 ساعت منجر به حذف سلول ها از مری موش صحرایی، همراه با حفظ پروتئین های کلاژن و الاستین موجود در ماتریکس آن شد. در روز دهم کشت، مهاجرت سلول ها به سمت داربست، همراه با تخریب بافت پیوندی و سنتز گلیکوپروتئین ها در نواحی نفوذ سلول ها مشاهده گردید. این مشاهدات، در روز پانزدهم کشت به طور گسترده تری ادامه یافت. در روز بیستم و بیست و پنجم کشت، تعداد سلول های مهاجرت کننده کاسته شده و اندازه هسته سلول ها نیز به طور معناداری رو به کاهش رفت. بحث: این بررسی نشان داد که داربست مری سلول زدایی شده موش صحرایی، با دارا بودن مولکول های مهمی از جمله کلاژن و الاستین، در القاء رفتارهایی مثل مهاجرت، چسبندگی و احتمالاً تکثیر به سلول های بافت پویای بلاستما موثر بوده و ضمن حفظ ساختار و ترکیبات اصلی خود، می تواند به عنوان بستر مناسبی جهت بررسی رفتار های سلولی و مدل مناسبی جهت کاربرد احتمالی در مهندسی بافت به کار رود.

سرطان های دستگاه گوارش جزء 10 سرطان شایع در جهان هستند که سالانه درصد بالایی از مرگ و میر را به خود اختصاص می دهند. با وجود اینکه در زمینه درمان سرطان پیشرفت های زیادی صورت گرفته اما به دلیل عود مجدد و مقاومت سلول های سرطانی در برابر پرتودرمانی و شیمی درمانی، مدیریت این بدخیمی ها همچنان چالش برانگیز می باشد. سلول های بنیادی سرطان، زیر جمعیت کوچکی از سلول های درون تومور بوده که مسئولیت حفظ و گسترش توده تومور را بر عهده دارند. برخی فاکتورهای رونویسی همچون oct4 و nanog، که مسئول حفظ ویژگی های بنیادینگی هستند، در تغییر و تحول سلول به سمت بدخیم شدن نیز ایفای نقش می کنند. هدف از مطالعه حاضر، بررسی و مقایسه درصد سلول های بیان کننده پروتئین های oct4 و nanog در نمونه های بافتی نرمال و سرطانی مری، معده و کولون بود. بدین منظور 45 نمونه بافتی مربوط به کارسینومای سنگفرشی مری و 45 نمونه بافتی سالم مری تهیه گردیدند. همچنین 43 نمونه بافتی آدنوکارسینومای معده، 34 نمونه بافتی معده سالم، 26 نمونه کارسینومای کولون و 34 نمونه بافت سالم کولون تهیه شدند. سپس بررسی و مقایسه درصد سلول های بیان کننده پروتئین های oct4 و nanog به روش ایمنوهیستوشیمی مورد مطالعه قرار گرفت. نتایج حاصل از این پژوهش نشان داد که درصد بالایی از سلول های موجود در تمامی تومورهای مورد بررسی، پروتئین های oct4 و nanog را بیان نمودند. همچنین مقایسه بیان این پروتئین ها در نمونه های سرطانی و سالم بر عدم وجود تفاوت معنی دار در درصد سلول های بیان کننده oct4 و nanog دلالت دارد. بر اساس این نتایج می توان چنین نتیجه گیری کرد که احتمالا حضور سلول های بنیادی در بافت های بالغ مری، معده و کولون، نه تنها تضمین کننده سرعت بالای نوسازی آن ها است، بلکه زمینه ساز تغییرات بدخیم در این بافت ها نیز می باشد.

چکیده سرطان کارسینومای کولورکتال دوّمین بدخیمی شایع دستگاه گوارش در ایران می باشد. علارغم پیشرفت در جراحی، رژیم های شیمی درمانی و پرتو درمانی مقابله با این بیماری همچنان با چالش های فراوانی روبرو است. سس کوئی ترپن ها هیدروکربن های حلقوی با منشاء گیاهی هستند که اثرات ضد باکتریایی، ضد ویروسی و ضد التهابی آن ها به اثبات رسیده است. در این تحقیق اثر سمّیت سلولی و فروتینین، سس-کوئی ترپن مستخرج از ریشه گیاه ferula ovina، بر روی سلول های ct26 (سلول های سرطانی کولون موش) و nih/3t3 (فیبروبلاست موشی) با استفاده از روش mtt بررسی گردید. همچنین مکانیسم عمل و القا آپوپتوز این ترکیب با استفاده از رنگ آمیزی dapi، سنجش comet و رنگ آمیزی pi بررسی گردید. همچنین اثرات ضد سرطانی این ترکیب بر روی مدل کارسینومای کولون موشی با دوز مصرفی mg/kg 33/9 به صورت تزریق داخل صفاقی بررسی شد. به منظور بررسی سمیّت فروتینین غلظت های ( ?g/ml50-5) از ماده ی فوق بر روی سلول ها اثر داده شد. بعلاوه تغییرات ریخت شناسی نیز در این سلول ها بررسی گردید. نتایج حاصل از سنجش mtt نشان دادند که پس از 24 ساعت، ic50 فروتینین ?g/ml 26 بود. تیمار سلول های nih/3t3 با فروتینین طی بازه زمانی مشابه موثّر نبوده و به ic50 نرسید. آسیب های وارده به dna بوسیله رنگ آمیزی dapi و سنجش comt تایید شدند. همچنین بررسی سیکل سلولی نمایانگر افزایش تعداد سلول ها در sub-g1 بود که نشانه ی اثرات آپوپتوزی فروتینین در این سلول ها می-باشد. مطالعات در شرایط طبیعی بدن کاهش اندازه ی تومور را در گروه تیمار شده با فروتینین در مقایسه با گروه های کنترل نشان دادند، این اثر مشابه گروه تیمار شده با سیس پلاتین بود. بررسی های بافت شناسی تومور نیز این نتایج را تایید نمودند. رنگ آمیزی هماتوکسیلین-ائوزین صورت گرفته از نمونه های طحال و کبد جانوران نشان دادند که فروتینین و dmso معادل آن دارای سمّیت اندکی بر روی طحال بوده، در حالی که هیچگونه سمّیتی بر روی کبد آن ها مشاهده نشد. با توجّه به نتایج حاصل می توان فروتینین را به عنوان ترکیب طبیعی با فعّالیت ضد سرطانی در مطالعات پیش کلینیکی آینده پیشنهاد نمود.

بسیاری از صدمات و بیماری های انسانی، ناشی از نارسایی در یک سلول منفرد می باشد. درمان با سلول های بنیادی یا پیش ساز، به دلیل جلوگیری از بروز پاسخ های ایمنی ناخواسته، یک رویکرد امید بخش جهت مقابله با این نارسایی ها می باشد. بنابراین هر قدمی در جهت بهبود شرایط سازگاری سلول های پیوند زده شده می تواند به عنوان یک موفقیت در زمینه سلول درمانی محسوب شود. در این مطالعه هدف، بررسی بقا و تکثیر سلول های بنیادی مزانشیمی انسانی (hmscs) در جنین های اولیه موش (سویه balb/c)، در شرایطی کاملاً زنوگرافیک می باشد. به این منظور، سلول های بنیادی مزانشیمی از بافت چربی انسانی استحصال شد، تعیین هویت و کشت داده شدند. سلول ها با وکتورهای لنتی ویروسی حامل ژن های گزارشگر jred و turbogfp تراریخت شدند. عملکرد این ژن ها توسط میکروسکوپ معکوس فلورسنت تایید شد. سپس به منظور تحریک تخمک گذاری، هورمون های hmg و hcg به موش های ماده، به صورت زیر صفاقی، تزریق و موش های ماده و نر با یکدیگر جفت شدند. پس از نخاعی کردن موش های ماده باردار، با تشریح لوله رحمی، جنین های موش جمع آوری شدند. سلول های تراریخته، به تعداد 4 عدد، به جنین موش، در مرحله دو سلولی، توسط دستگاه میکرومانیپولیتر (micromanipulator)، در فضای زیر زونا، تزریق شد. به این ترتیب که جنین ها به وسیله پیپت نگهدارنده ویژه، همراه با فشار منفی این سوزن، در موقعیتی که اجسام قطبی قرار دارند، نگه داشته شدند. لایه زونا پلوسیدا در حدود قطر سوزن تزریق به کمک لیزر منفذ دار شد. پیپت تزریق کننده حامل سلول ها، به صورت ثابت و آرام در فضای زیر زونا، بین لایه زونا و غشاء بلاستومرها، قرار داده شد و سپس سلول های بنیادی به وسیله ایجاد جریان مثبت سوزن در این فضا آزاد شدند. پس از تزریق به صورت زیر زونایی، جنین ها به مدت 72 ساعت کشت داده شدند. با وجود شرایط زنوگرافیک، hmscs، در طول این مدت توانستند زنده بمانند، بدون اینکه بیان ژن های گزارشگر خاموش شود. همچنین این سلول ها درون جنین موش تکثیر یافته و سازگاری موفقیت آمیزی را حداقل تا مرحله ی تشکیل بلاستوسیست و شکافت لایه زونا نشان دادند.

لیگنوسلولز ماده آلی تجزیه پذیری است که جزء ساختاری اصلی تمام گیاهان می باشد. در طبیعت، تجزیه توده زیستی لیگنوسلولزی، توسط میکروارگانیسم هایی مانند قارچ ها و باکتری ها که قادر به تجزیه این ترکیبات هستند، صورت می گیرد. قارچ ها با تولید آنزیم های لیگنوسلولولیتیک مختلف، نقش بسیار مهمی در تجزیه بقایای سلولزی در طبیعت دارند. تاکنون بیش از 14000 گونه قارچی مختلف قادر به تجزیه سلولز جداسازی شده اند، اما تنها تعداد کمی از آن ها مورد مطالعه دقیق قرار گرفته اند. هدف این مطالعه جداسازی و شناسایی مولکولی قارچ های گرمادوست سلولولیتیک از کود حیوانی و بررسی فعالیت سلولازی آن ها است. بدین منظور از کود حیوانی مرطوب در دمای 50 درجه سانتی گراد نمونه گیری انجام شد. رقت های مختلف از نمونه کود مورد نظر تهیه و بر روی محیط کشت اختصاصی سلولز کشت و در دمای 50 درجه سانتی گراد نگهداری شدند. پس از حدود 4 روز کلنی هایی روی پلیت ها ظاهر گردیدند که روی محیط کشت عمومی pda واکشت داده شدند. سپس تک اسپور کردن کلنی های خالص سازی شده، صورت گرفت تا قارچ هایی خالص و حاصل از یک اسپور به دست آیند. سپس توانایی و میزان رشد جدایه ها، روی دو محیط اختصاصی دیگر نیز مورد بررسی قرار گرفت. پس از بررسی میزان رشد، 6 جدایه برای انجام مراحل بعدی آزمایش انتخاب شدند. سپس فعالیت سلولازی به دو روش کیفی و کمّی مورد سنجش قرار گرفت. بر اساس نتایج به دست آمده، از جدایه های فعال تر استخراج dna صورت گرفت و پس از انجام واکنش زنجیره ای پلیمراز با آغازگر rdna اختصاصی قارچ ها، قطعه تکثیر یافته برای تعیین توالی فرستاده شد. با توجه به نتایج حاصل از مقایسه توالی جدایه ها با توالی های موجود در بانک اطلاعاتی ncbi و نیز سایر اطلاعات موجود در مورد جدایه های مد نظر، به احتمال زیاد می توان گفت جدایه cdf5 متعلق به جنس paecilomyces و جدایه cdf6 متعلق به جنس thermoascus می باشد.

سرطان مثانه چهارمین سرطان شایع در مردان و نهمین سرطان رایج در زنان جهان به شمار می رود. رایج ترین نوع سرطان مثانه کارسینومای سلول های ترانزیشنال (tcc) است. شیمی درمانی از جمله روش های رایج برای مهار و یا کاهش سرعت رشد سلول های سرطانی به شمار می رود. اما از آن جا که دارو های شیمی درمانی علاوه بر سلول های سرطانی، اغلب سبب تخریب سلول های سالم نیز می شوند و همچنین به دلیل ایجاد مقاومت دارویی در مراحل پیشرفته سرطان، در موارد زیادی با شکست مواجه می شود. به همین دلیل تحقیقات زیادی جهت بهینه سازی شیمی درمانی و استفاده از داروهایی با کم ترین اثرات جانبی و توانایی مرگ انتخابی سلول های توموری در حال انجام است. هدف از این پژوهش بررسی اثرات سمیت سلولی و ضد سرطانی ترکیب 11-chloro-3-methyl-3h-imidazo[4,5-a]acridine (cmia) از مشتقات آکریدین، بر روی سلول های 5637 (زیر رده ای از سلول های tcc) و تعیین مکانیسم عمل آن بود. به منظور بررسی اثرات سمیت سلولی ترکیب cmia سلول های 5637 و hff3 با غلظت های مختلفی از ترکیب cmia به مدت 24، 48 و 72 ساعت تیمار شدند. همچنین، محلول های مختلفی از dmso معادل با غلظت های مختلف ترکیب مورد بررسی، تهیه و به عنوان کنترل بر روی سلول ها اثر داده شدند. سپس میزان زنده ماندن سلول ها با ارزیابی mtt مورد بررسی قرار گرفت و مقادیر ic50 تعین گردید. همچنین میزان chromatin condensation ومیزان آسیب وارد شده به dna (از ویژگی های آپوپتوز) توسط cmia در سلول های 5637 با روش های رنگ آمیزی dapi و سنجش comet بررسی شد و رنگ آمیزی pi با روش فلوسایتومتری به منظور بررسی چرخه سلولی و میزان آپوپتوز القا شده به کار برده شد. در نهایت به منظور تعیین مکانیسم دقیق تر عملکرد cmia، میزان فعالیت کاسپاز 3 با استفاده از روش caspase 3 colorimetric assay kit ارزیابی شد. نتایج mtt نشان داد که غلظتی از cmia که باعث مرگ نیمی از سلول های 5637 می شود، در بازه های زمانی 24، 48 و 72 به ترتیب 30، 14 و g/mlµ 12 می باشد. همچنین مقادیر ic50 ترکیب cmia بر روی سلول های hff3 100، 60 و g/mlµ 24 در زمان های مشابه به دست آمد. همچنین نتایج dapi و comet assay نشان داد که میزان chromatin condensation (60%) و آسیب dna (62%) در سلول های تیمار شده با غلظت g/mlµ 30 ترکیب cmia با سلول های تیمار شده با 15/0% dmso و تیمار نشده پس از 24 ساعت اختلاف معنی داری داشتند. بررسی نتایج pi نیز نشان داد که سلول های 5637 تیمار شده با cmia، در دو بازه زمانی 12 و 24 ساعت، در مرحله g1 متوقف شدند و میزان القای آپوپتوز به ترتیب 27 و 62% بود. ارزیابی فعالیت کاسپاز 3 نیز نشان داد که ترکیب cmia به طور معنی داری سبب افزایش فعالیت کاسپاز 3 در سلول های تیمار شده در مقایسه با سلول های کنترل و تیمار نشده می گردد. ترکیب cmia در غاظت های موثر دارای اثر سمیت سلولی انتخابی بوده و احتمالاً با توجه به نتایج به دست آمده توانایی زیادی در القای آپوپتوز دارد. بنابراین می تواند به عنوان ترکیبی مستعد ضد سرطان معرفی گردد.

بومادران (achillea)، گیاهی متعلق به تیره کاسنی ها (asteraceae) است که در طب سنتی در برابر بیماری هایی نظیر التهابات پوستی، اختلالات گوارشی و تسکین زخم ها مورد استفاده بوده است. امروزه ثابت شده است که بسیاری از خواص دارویی عصاره این گیاه، ناشی از فلاونوئیدهای موجود در آن است. تکثیر و مهاجرت سلول های فیبروبلاست یک نقش اساسی در ترمیم زخم های پوستی دارد. هدف این مطالعه، تعیین بهترین روش استخراج ترکیبات فلاونوئیدی از گیاه بومادران، و بررسی اثر آن ها در تحریک تکثیر و مهاجرت سلول های فیبروبلاست، به عنوان مکانیسمی در ترمیم زخم های پوستی بود. در این بررسی، دو گونه achillea eriophora و achillea biebersteinii، از استان های خراسان جنوبی و رضوی جمع آوری شد. استخراج ترکیبات فنلی و فلاونوئیدها، از پودر خشک برگ، گل، ساقه و بخش هوایی این دو گونه با استفاده از دو روش shaking و maceration در دو نوع حلال اتانولی و متانولی انجام شد. محتوی کل فنل و فلاونوئید هر عصاره به روش اسپکتروفتومتری تعیین شد. عصاره حاوی بیشترین میزان فنل و فلاونوئید جهت بررسی خواص بیولوژیکی انتخاب شد. ابتدا اثرات سیتوتوکسیک عصاره مورد نظر با استفاده از تست mtt، بررسی شد. سپس اثر محرک غلظت های غیرسمی عصاره، بر تکثیر سلول های فیبروبلاست با استفاده از یک متد رنگ سنجی، و اثر آن بر مهاجرت سلول های فیبروبلاست با استفاده از متد خراش، مورد بررسی قرار گرفت. نتایج ما نشان داد که با استفاده از حلال متانولی و روش ماسریشن می توان بیشترین میزان فنل را از برگ a. eriophora و گل a. bibersteinii، و بیشترین میزان فلاونوئید را از برگ هر دو گونه استخراج کرد. از آنجا که a. eriophora، گونه ای اندمیک ایران بود، از عصاره متانولی تهیه شده به روش ماسریشن از برگ این گونه، جهت مطالعات بیولوژیکی استفاده شد. این مطالعه نشان داد که غلظت های کم این عصاره (g/mlµ 6/1-1/0) محرک تکثیر سلول های فیبروبلاست، و غلظت های متوسط آن (g/mlµ 30-1)، محرک مهاجرت این سلول ها هستند. لذا عصاره متانولی برگ a. eriophora، می تواند به وسیله تحریک تکثیر و مهاجرت سلول های فیبروبلاست، در ترمیم زخم های پوستی نقش داشته باشد.

بومادران (achillea)، گیاهی متعلق به تیره کاسنی ها (asteraceae) است که در طب سنتی در بیماری هایی نظیر التهابات پوستی، اختلالات گوارشی و تسکین زخم ها مورد استفاده بوده است. امروزه ثابت شده است که بسیاری از خواص دارویی عصاره این گیاه، ناشی از فلاونوئیدهای موجود در آن است. گونه های واکنش گر اکسیژن (ros) در بیماری های مختلفی از جمله آرتروز، آب مروارید، سرطان، پیری و دیگر بیماری ها نقش اساسی دارند. از همین رو مهار این عناصر مخرب، می تواند باعث ممانعت از بروز بسیاری از اختلالات باشد. سلول های فیبروبلاست پوستی نیز از جمله سلول های طبیعی بدن هستند که در معرض تخریب توسط ros تولیدی به روش های مختلف قرار می گیرد. برای مثال، اشعه ماورا بنفش و انواع آلاینده های محیطی از جمله منابع تولید ros در پوست هستند. در این مطالعه دو گونه achillea eriophora و achillea biebersteinii از استان های خراسان رضوی و جنوبی جمع آوری شدند. استخراج ترکیبات فنلی و فلاونوئیدی، از پودر خشک برگ، گل، ساقه و بخش هوایی این دو گونه با استفاده از دو روش shaking و maceration، و در دو نوع حلال اتانولی و متانولی انجام شد. محتوای کل ترکیبات فنل و فلاونوئیدی با استفاده از روش اسپکتروفتومتری بررسی شد. عصاره حاوی بیشترین میزان ترکیبات فنلی و فلاونوئیدی جهت بررسی خواص آنتی اکسیدانی استفاده شد. میزان توانایی آنتی اکسیدانی عصاره ها با استفاده از دو روش dpph (محیط محلول در آب) و bcb (محیط محلول در چربی)، تعیین شد. غلظت های غیر سمی عصاره هایی با بیشترین خاصیت آنتی اسیدانی، با استفاده از روش mtt تعیین شدند، و سپس توانایی این عصاره ها در ممانعت از آسیب اکسیداتیو (القا شده توسط پراکسیدهیدروژن) اندازه گیری شد. نتایج ما نشان داد که استفاده از حلال متانولی می تواند بیشترین ترکیبات فنلی را از برگ a. eriophora و گل a. biebersteinii، و بیشترین میزان ترکیبات فلاونوئیدی را از برگ هر دو گونه استخراج کند. عصاره های برگ هر دو گونه که حاوی بیشترین ترکیبات فلاونوئیدی بودند، بیشترین خاصیت آنتی اکسیدانی را نیز نشان دادند. همچنین غلظت 1 میکروگرم در میلی لیتر از عصاره برگ a. biebersteinii نیز که حاوی بیشترین ترکیبات فلاونوئیدی در بین تمام عصاره ها بود، توانایی بیشتری در حفاظت سلول ها نسبت به تنش اکسیداتیو نشان داد.

سرطان مری یکی از خطرناک ترین انواع سرطان هاست که مرگ و میر ناشی از آن نسبت به بروز بیماری 91% است. این مرگ و میر بالا عمدتا به دلیل تشخیص دیر هنگام بیماری است، به طوری که در زمان تشخیص، در حدود 50% بیماران متاستاز به گره های لنفاوی دیده می شود. بنابراین شناسایی بیومارکرهای پیش آگهی و تشخیصی جدید که امکان تشخیص زود هنگام بیماری را فراهم سازند کمک کننده است. micrornas گروهی از rnas غیر کننده هستند که تنظیم بیان ژن را در سطح پس از رونویسی کنترل می کنند. در دهه های اخیر تغییر سطح بیان micrornas در سرطان های مختلف به کرّات گزارش شده است و این تغییر با عملکرد های مختلف micrornas در روندهای مرتبط با سرطان در ارتباط می باشد. mir-338-3p از جمله این micrornas است که کاهش سطح بیان آن در تعدادی از سرطان ها گزارش شده است و با توجه به اهداف تایید شده آن با متاستاز، آپوپتوز و مقاومت دارویی سلول های توموری مرتبط می باشد. mir-512-5p نیز یکی دیگر از micrornas است که تغییر سطح بیان آن در سرطان های مختلف گزارش شده و با آپوپتوز و بازآرایی کروماتین ارتباط دارد. در مطالعه حاضر به بررسی سطح بیان این دو microrna در کارسینومای سلول های سنگفرشی مری و مقایسه آن با بافت نرمال حاشیه تومور پرداخته شد. به این منظور 37 نمونه پارافینه بافت توموری مری و بافت نرمال حاشیه تومور از بخش آسیب شناسی بیمارستان امید مشهد تهیه شد. پس از پارافین زدایی، استخراج rna کل ، سنتز cdna اختصاصی و تکثیر به روش real-time pcr انجام شد و نتایج به دست آمده با نرم افزارهای rest, genex وspss آنالیز شدند. آنالیز آماری نتایج حاکی از کاهش معنی دار سطح بیان mir-338-3p (01/0 ) با pvalue 001/0 در سلول های توموری در مقایسه با این بیان در سلول های عادی حاشیه ای بود. همچنین بررسی ارتباط بین پروفایل بیماران با تغییر سطح بیان اینmicrorna نشان داد که ارتباط معنی داری بین تغییر سطح بیان این mirna با ویژگی های کلینیکوپاتولوژیکی بیماران وجود نداشت. از آن جا که کاهش معنی دار سطح بیان mir-338-3p در مطالعه حاضر در 91/0 درصد بیماران مشاهده شد و این میزان در مقایسه با سایر بیومارکرهای معرفی شده برای کارسینومای مری قابل توجه است، می توان mir-338-3p را به عنوان یک بیومارکر بالقوه ی جدید برای تشخیص کارسینومای مری معرفی کرد. همچنین با توجه به عملکرد های مختلف این microrna در روند های مرتبط با سرطان احتمال می رود با انجام پژوهش های بیشتر بتوان از آن به عنوان یک عامل درمانی نیز استفاده نمود.

نانوباکتری ها یا نانوذرات کلسیفیه کننده (cnp) واجد خصوصیات منحصر به فردی همچون اندازه بسیار کوچک (1/0 تا 5/0 میکرومتر) و مقاومت در برابر گرما بوده و به احتمال زیاد کاندیدهایی برای آغاز و تسهیل کلسیفیکاسیون بیماری زا ( شکل گیری سنگ های کلیوی و ادراری) در شرایط درون تنی (in vivo) هستند. این ارگانیسم های کروی شکل 100 مرتبه کوچکتر از باکتری های معمولی بوده و توسط یک پوسته ی کربنات آپاتیتی کریستالین محافظت می گردند، به طوری که آنها عوامل سبب شناختی برای کلسیفیکاسیون برون اسکلتی آسیب شناختی، شامل سنگ های کلیه و ادراری هستند. جنس پوشش اکثر سنگ های ادراری اگزالات کلسیم می باشد. اگزالات کلسیم سه شکل دارد: مونو، دی و تری هیدرات. اگزالات کلسیم مونو هیدراته دارای بیشترین تمایل برای چسبندگی به غشا سلول می باشد. نانوذرات سلنیم با احیا اگزالات کلسیم مونوهیدراته به اگزالات کلسیم دی هیدراته از رسوب اگزالات کلسیم بر روی غشا جلوگیری می کنند. تعداد 30 سنگ ادراری از بیماران که تحت عمل جراحی قرار گرفته بودند جمع آوری گردید. پس از پودر نمودن سنگ ها و از بین بردن پوشش کلسیتی با اعمال اسید کلریدریک و خنثی سازی با بافرهای مناسب، کشت این ارگانیسم ها پس از عبور دادن محلول مربوطه از فیلتر های 2/0 میکرومتری در محیط کشت های dmem حاوی 10 درصد fbs انجام گردید. بعد از گذشت حدود 40 روز، بررسی رشد نانوباکتری ها با میکروسکوپ الکترونی روبشی و انتقالی انجام گرفت. کدورت سنجی رشد نیز در طی این مدت با دستگاه اسپکتروفتومتر در 650 نانومتر انجام شد. نتایج بررسی میکروسکوپ الکترونی روبشی (sem) نشان داد که این ارگانیسم ها به شکل کروی بوده و ابعادی در اندازه 33 تا 430 نانومتر دارند. بررسی میکروسکوپ الکترونی انتقالی (tem) پوشش کلسیتی را در اطراف نانوباکتری ها نشان می دهد. همچنین نتایج طیف سنجی پراش انرژی پرتو ایکس (edx) نشان داد که این ارگانیسم ها دارای پوششی از جنس کلسیم در اطراف خود هستند. پس از اضافه نمودن نانوذرات سلنیم در غلظت 90 میکرومولار به محیط کشت نانوباکتری ها، در مقایسه با حالت کنترل (فاقد نانوذرات سلنیم) اشکال کروی مشاهده نگردید. این امر می تواند به دلیل نقش ممانعت کنندگی نانوذرات سلنیم از رسوب اگزالات کلسیم بر روی نانوباکتری ها باشد.

مقدمه: ویژگی های زیستی هیالورونیک اسید (ha) آن را به ترکیبی مناسب برای استفاده در مهندسی بافت تبدیل نموده است. در این تحقیق از بافت کلیه سلول زدایی شده موش سوری به عنوان یک داربست طبیعی استفاده شده و اثر همزمان این داربست طبیعی و هیالورونیک اسید بر رفتار سلول های بنیادی مزانشیمی مشتق از بافت چربی انسانی مورد بررسی قرار گرفت. مواد و روش ها: پس از برداشت کلیه ها از موش سوری نر، ترکیبی از روش های فیزیکی و شیمیایی سلول زدایی شامل انجماد و ذوب سریع و تیمار با سدیم دودسیل سولفات (sds) 1? به کار گرفته شد. بعد از تایید سلول زدایی، مراحل شستشو و آغشته سازی داربست ها به هیالورونیک اسید انجام گرفت. داربست ها به دو گروه کنترل و آزمون تقسیم شدند: در گروه آزمون داربست ها به مدت 24 ساعت با ha3/0% (غلظت3 میلی گرم بر میلی لیتر) آغشته گردیدند. سپس حدود 105×3 سلول بنیادی مزانشیمی بافت چربی انسانی (ad-mscs) بر روی هر کلیه سلول زدایی شده کشت شده و در نهایت، مطالعات بافت شناسی جهت بررسی چسبندگی و مهاجرت ad-mscs به داربست، در روز های 5، 10، 15، 20 و 25 پس از کشت انجام گرفت. نتایج: مطالعات بافت شناسی، انجام سلول زدایی کامل با استفاده از sds1? به مدت 48 ساعت را تایید نمود. مطالعه داربست ها پس از کشت باad-mscs ، مهاجرت سلول ها به اطراف نواحی باقیمانده گلومرول ها و تشکیل ساختار هایی شبیه اپیتلیوم و همچنین تکثیر سلولی را نشان داد. بررسی داربست ها در روزهای 5، 10، 15، 20 و 25 در هر دو گروه افزایش تراکم، نفوذ و مهاجرت سلولی را در روزهای 10 و 15 نشان داد، در حالیکه کاهش تراکم سلولی در روزهای 20 و 25 مشاهده گردید. در میزان تراکم سلولی بین داربست های آغشته بهha و داربست های بدون ha تفاوت محسوسی مشاهده نشد، اما افزایش معناداری در میزان نفوذ سلول ها در روز پانزدهم کشت، در گروه آغشته به ha در مقایسه با گروه فاقد ha مشاهده گردید. نتیجه گیری: با توجه به نتایج، داربست حاصل از سلول زدایی کلیه می تواند دارای اثر القایی بر رفتارهای سلولی مانند چسبندگی، مهاجرت و تکثیر سلولی باشد. علاوه بر این ha در غلظت استفاده شده، می تواند بر میزان نفوذ سلول ها تاثیر گذار باشد.

خلاصه در عصر تکنولوژی، انسان ها همواره در معرض انواع پرتوهای صادره از منابع طبیعی و منابع ساخت بشر می باشند. از اینرو بررسی اثرات تابش اشعه بر سلول های بدن امری ضروری به نظر می رسد. از جمله اثرات زیانبار احتمالی اشعه، القا آنیوپلوئیدی در سلول هاست. آنیوپلوئیدی مسبب اختلالات زیادی در بدن است که از جمله این اختلالات می توان به عقب ماندگی ذهنی و سقط جنین در انسان اشاره نمود، همچنین رد پای آنیوپلوئیدی در 90 درصد از سرطان های انسانی به خوبی نمایان است. به دلیل اهمیت این موضوع در این پژوهش ارتباط بین اشعه و آنیوپلوئیدی بررسی گردید. مواد و روش ها: ابتدا به دنبال یافتن مناسب ترین دوز وین بلاستین برای مطالعه در این پژوهش، دو غلظت وین بلاستین (ng/ml 5/1، 5/0) مورد آزمون قرار گرفتند. در مرحله ی بعد سلول های l929 با دوز gy2 از اشعه گاما پرتودهی شدند و صدمات کروموزومی ناشی از این تابش بعد از گذشت ??، ??، ?? و ?? ساعت با استفاده از آزمون میکرونوکلئوس در سلول های دو هسته ای تیمار شده با سایتوکالازین مورد بررسی قرار گرفتند. در مرحله سوم سلول های l929 بعد از گذشت 72 ساعت از پرتودهی و سپس تیمار با دوز پایینی از وین بلاستین (ng/ml 5/0) بررسی شدند. یافته ها: فراوانی میکرونوکلئوس ها در سلول های برداشت شده محاسبه گردید. در آزمایش نخست مشخص شد مناسب ترین دوز وین بلاستین برای مطالعه در این پژوهش ng/ml 5/0 بود و در آزمایش مرحله دوم مشاهده شد که 72 ساعت بعد از پرتودهی میزان میکرونوکلئوس ها کاهش یافته تا به سطح پایه رسید. این کاهش در سطح میکرونوکلئوس ها نشانگر توانایی سلول در تعمیر اثرات مضر اشعه است. در مرحله سوم، تیمار سلول ها با وین بلاستین 72 ساعت بعد از پرتودهی به طور چشمگیری فراوانی میکرونوکلئوس ها را در مقایسه با سلول های گروه کنترل و نیز سلول های تیمار شده با وین بلاستین (بدون تیمار با اشعه) افزایش داد. نتیجه گیری: نتایج توانایی اشعه ی گاما را در القای آسیب های ژنتیکی پایدار و نیمه پایدار در سلول ها آشکار می کند. همچنین ثابت شد پرتودهی می تواند سلول ها را حتی هنگامی که به نظر می رسد اثرات ناشی از پرتودهی را رفع کرده اند مستعد وقوع آنیوپلوئیدی نماید. واژگان کلیدی: اشعه گاما، آنیوپلوئیدی، میکرونوکلئوس، وین بلاستین، سلول های l929

سلولز یکی از اجزای ساختاری اصلی در ضایعات لیگنوسلولزی است که قابلیت تبدیل به اتانول را به کمک آنزیم سلولاز دارد. این آنزیم به دلیل کاربرد فراوان در صنایع مختلف، سومین آنزیم فراوان صنعتی در سراسر جهان است. در این زمینه سه نوع اصلی فعالیت آنزیمی یافت شده است که شامل اندوگلوکانازها، اگزوگلوکانازها و بتا گلوکوزیدازها می باشند. تنوع وسیع باکتری ها در محیط، اجازه ی غربالگری باکتری ها با سلولازهای کارا برای کمک به حل چالش های تولید سوخت زیستی را می دهد. باکتری های گرمادوست به دلیل تولید سلولازهای دارای پایداری حرارتی در کارهای زیست فناوری بسیار مفید می باشند. هدف این مطالعه جداسازی باکتری های گرمادوست تجزیه کننده ی سلولز از چشمه ی آب گرم دیگ رستم کرمان و شناسایی مولکولی و بررسی فعالیت سلولازی آنها بود. نمونه گیری از آب و رسوبات چشمه آب گرم دیگ رستم انجام و غنی سازی باکتری ها در محیط کشت حاوی سلولز به عنوان تنها منبع کربن انجام گردید. نمونه ها در شرایط هوازی در دمای 60 درجه سانتی گراد نگهداری و جداسازی کلنی های خالص انجام شد. پس از آن بررسی کیفی فعالیت سلولاز با معرف قرمز کنگو انجام شد. به این ترتیب 4 ایزوله cdb1، cdb2، cdb3 و cdb4 جداسازی و بررسی کمّی فعالیت اندوگلوکانازی، اگزوگلوکانازی و fpase به روش fpa بر روی آنها انجام شد. جدایه ی cdb1 بالاترین فعالیت اندوگلوکانازی و اگزوگلوکانازی را به ترتیب به میزانu/ml 096/0 و u/ml156/0 را در مقایسه با سایر جدایه ها نشان داد. تعیین توالی بخشی از 16s rdna نشان داد که این جدایه بیشترین شباهت را به جنس anoxybacillus دارد. تکثیر ژن سلولاز این جدایه با کمک آغازگرهای اختصاصی طراحی شده انجام گرفت که نیاز به بررسی های بیشتر جهت تعیین توالی و تایید فعالیت آن دارد.

چکیده پستانداران ظرفیت ترمیمی محدودی دارند و به ندرت می توانند یک اندام یا بافت خاص را کاملاً ترمیم نمایند. علاوه بر محدودیت ترمیم ساختار های آسیب دیده در انسان، در حال حاضر درمان های موثری برای بسیاری از بیماری های دژنراتیو، نقص های ژنتیکی و بیماری های خود ایمنی وجود ندارند. با توجه به این محدودیت های درمانی، پزشکی ترمیمی در پی یافتن منابع سلولی کارآمد و ایمن برای بازسازی بافت ها و اندام های آسیب دیده و یا درمان بیماری های لاعلاج برآمده است. سلول های بنیادی جنینی انسانی (hescs) دو ویژگی مهم به نام خودبازسازی و پرتوانی دارند. با این وجود، استفاده از سلول های بنیادی پرتوان جنینی در سلول درمانی با دو مانع بزرگ مواجه است. اول، ناسازگاری ایمنولوژیکی سلول های es با فرد گیرنده و دوم، نگرانی های اخلاقی در مورد تخریب جنین های انسانی هنگام گرفتن سلول های es. از این رو القای سلول های تمایز یافته هر فرد، می تواند راهکاری مناسب جهت غلبه بر این مشکلات باشد. تاکنون روش های متعددی به منظور القاء پرتوانی در سلول های سوماتیکی بکارگرفته شده است. یکی از این روش ها، تکنولوژی سلول های بنیادی پرتوان القا شده (ips) به کمک فاکتورهای پرتوانی می باشد. اما استفاده از این سلول ها در کلینیک، به دلیل کاربرد ناقل های ویروسی برای انتقال فاکتور های القاء کننده پرتوانی، بسیار محدود میباشد. بنابراین پی بردن به ترکیبی از مولکول های کوچک با قابلیت جایگزینی فاکتور های پرتوان اگزوژن، هدف نهایی مطالعات انجام شده به منظور تولید سلول های ips می باشد. در این مطالعه، روشی جدید به منظور القاء تمایز زدایی بکار گرفته شد. از آنجاکه خرگوش به دلیل توانایی تشکیل بلاستما، می تواند سوراخ های ایجاد شده در گوش خود را ترمیم کند، در این مطالعه به منظور القاء تمایز زدایی از بافت در حال ترمیم گوش خرگوش در سلول های hek 293t استفاده شد. ابتدا با استفاده از سازه های ژنتیکی گزارشگر و روش کمّی real-time pcr نسبی، سطح بیان oct4 در سلول های hek 293t سنجیده شد و سپس به کمک روش real-time pcr نسبی، اثر بافت در حال ترمیم گوش خرگوش در القای پرتوانی بررسی گردید. مشخص شد که تیمار سلول های hek 293t با این بافت می تواند منجر به افزایش بیان ژن oct4 در این سلول ها شود. واژگان کلیدی: ترمیم، پرتوانی، بافت در حال ترمیم گوش خرگوش، ژن oct4، سلول های hek 293t

امروزه استفاده از سلول های بنیادی در سلول درمانی، به عنوان یک استراتژی درمانی نوین در پزشکی ترمیمی، مورد توجه قرار گرفته است. نشان داده شده است که کموکاین sdf1 و گیرنده آن،cxcr4 ، نقش مهمی در مهاجرت، حیات و تکوین چندین نوع سلولی از جمله سلول های بنیادی مزانشیمی بازی می کنند. از این رو می توان با افزایش دادن گیرنده cxcr4 در سطح سلول های بنیادی مزانشیمی، باعث افزایش مهاجرت این سلول ها به بافت صدمه دیده (که sdf1 ترشح می کنند) به هدف ترمیم بافت، شد. هرچند هنوز مشخص نشده است که کدام یک از دو ایزوفرم این گیرنده در مهاجرت نقش اساسی تری را ایفا می کنند. hif-1? یک فاکتور رونویسی است که بیان چندین ژن از جمله cxcr4 را تنظیم می کند. القا کننده های شیمیایی والپروئیک اسید (vpa)، کلرید کبالت ( (cocl2و دسفری اکسامین dfx)) در شرایط اکسیژنی نرمال، باعث القای hif-1? می شوند. در این مطالعه ، بعد از 24 ساعت تیمار سلول های بنیادی مزانشیمی مشتق از بافت چربی انسانی با vpa، cocl2 و dfxبیان دو واریانت ژن cxcr4، به وسیله real time pcr و reverse transcription pcr نیمه کمّی، در مقایسه با سلول های تیمار نشده، مورد بررسی قرار گرفت. بررسی نتایج نشان داد که هر سه تیمار باعث افزایش بیان هر دو واریانت ژن cxcr4 در سلول های بنیادی مزانشیمی مشتق از بافت چربی انسانی می شود. همچنین نتایج یک رابطه مستقیم بین افزایش بیان واریانت 1 ژن cxcr4 با افزایش مهاجرت ad-mscs را نشان داد.

مقدمه: داربست های کلاژنی به دلیل زیست سازگاری و زیست تجزیه پذیری زیاد کلاژن، نتایج نوید بخشی را در زمینه مهندسی بافت مخاط دهان به دنبال دارند. بافت لثه به جهت دارا بودن مقدار زیاد الیاف کلاژن، می تواند برای تهیه داربست کلاژنی طبیعی مورد استفاده قرار گیرد. هیالورونیک اسید که یکی از اجزاء اصلی ماتریکس خارج سلولی است، رفتارهای سلولی را در طی فرآیندهای ریخت زایی، تکوین و ترمیم تنظیم می کند. هدف از این مطالعه بررسی اثر آغشته سازی داربست سلول زدایی شده لثه انسان با هیالورونیک اسید بر رفتار سلول های بنیادی مزانشیمی مشتق از چربی انسانی بود. مواد و روش ها: بافت لثه انسان با ابعاد 5mm×5 mm×5 mm تهیه و سپس با استفاده از روش های فیزیکی (انجماد آهسته و انجماد-ذوب سریع) و عوامل شیمیایی (سدیم دودسیل سولفات ((sds و تریتون x-100) سلول زدایی گردید و سپس مراحل شستشو و استریل کردن صورت گرفت. داربست ها به دو گروه شامل داربست های آغشته به هیالورونیک اسید (محلول 0/3%) و داربست های فاقد هیالورونیک اسید به عنوان کنترل تقسیم شدند. در مرحله بعد حدود 105×3 سلول بنیادی مزانشیمی روی هر داربست در هر دو گروه کشت شدند. در نهایت مطالعات بافت شناسی پس از گذشت 1، 2، 3 و 4 هفته از کشت، بر روی داربست ها انجام گرفت. یافته ها: مطالعات بافت شناسی نشان دادند که در بافت پیوندی لثه سلول زدایی شده انسان، سلول ها حذف و الیاف کلاژن تاحدود زیادی حفظ شده بودند. با مطالعه رفتار سلول ها در هفته های مختلف کشت، چسبندگی و مهاجرت سلول های بنیادی مزانشیمی چربی به سمت ماتریکس لثه و نیز تشکیل ساختار اپیتلیوم مانند مشاهده گردید. میزان تکثیر (p<0.01) و مهاجرت سلولی (p<0.001) و اندازه هسته ها (p<0.01) در داربست های آغشته به هیالورونیک اسید در هفته اول در مقایسه با گروه کنترل، اختلاف معنی داری را نشان داد.

پاسخ ایمنی، عدم ماندگاری بلند مدت سلول های پیوند شده و نیز مهاجرت سلولی از محل پیوند به بافت های غیر هدف از جمله چالش های اساسی پیش روی درمان های مبتنی بر سلول های بنیادی بالغ می باشند. این مشکلات ممکن است با استفاده همزمان از سلول ها و بافت ها مصون از پاسخ ایمنی در حضور داربست سلولی مناسب تعدیل یابد. لذا در این تحقیق در ابتدا سلول های بنیادی مزانشیمی بافت چربی انسانی، به منظور ردیابی آسان پس از پیوند به اندام های هدف، به ژن های گزارشگر gfp و jred تجهیز شدند. سلول های تراریخت شده به طور جداگانه به اندام های مختلف شامل: مغز، چشم و همچنین بیضه، کبد و پوست به طور مستقل و توامان با داربست سلولی مشتق از کیتوزان پیوند و در ادامه بقاء، نفوذ پذیری و مهاجرت آن ها در طول 6 ماه پس از پیوند مورد بررسی قرار گرفتند. همچنین سرنوشت سلول های پیوند شده به چشم شامل تمایز و تمایز زدایی آن ها مورد ارزیابی قرار گرفت. نتایج حاصل از بررسی ها مبین عدم عوارض جانبی، از جمله واکنش های ایمنی در حیوان های مورد آزمون و زنده ماندن آن ها پس از پیوند بود. سلول های پیوند شده در تمامی گروه های مورد آزمون شامل مغز، چشم، بیضه، کبد و پوست تا 6 ماه پس از جراحی، مبتنی بر مشاهدات میکروسکوپی و آزمون های مولکولی، در محل پیوند قابل ردیابی بودند. با وجود قابلیت بقاء و ماندگاری سلول ها در محل پیوند، با گذر زمان بعضی از آن ها از اندام های هدف خارج و ردیابی تجمعی آن ها در طحال امکان پذیر شد. این نتایج مبین قابلیت سلول های پیوندی در عبور از سدهای خونی و نیز فرار از داربست سلولی کیتوزان بود؛ با این وجود، تعداد سلول های ردیابی شده در طحال گروه های وابسته به داربست سلولی نسبت به گروه های مستقل از داربست بسیار کمتر بود. علاوه بر این، ردیابی سلول های پیوند شده در محیط زجاجیه چشم تا 90 روز پس از پیوند امکان پذیر شد. با این وجود تعداد، قابلیت اتصال و نیز توان گسترش آن ها در شرایط in-vitro با گذر زمان و پس از بازیافت کاهش یافت و تمایز این سلول ها به سمت سلول های پیش ساز چشمی و اندوتلیالی نشان داده شد. به طور کلی، نتایج حاصل از این تحقیق مبین بقاء و توان تمایزی مطلوب سلول های بنیادی مزانشیمی بافت چربی انسانی از یک سو و نیز توان داربست سلولی کیتوزان در محبوس نمودن سلول های پیوندی از سوی دیگر بود. لذا، با وجود آنکه این نتایج می تواند مرتفع کننده برخی چالش های اساسی استفاده از سلول های بنیادی بالغ در درمان های نوین باشد، تمایل فرار این سلول ها از اندام هدف باید بیشتر مورد آزمون قرار گیرد.

سرطان پروستات رایج ترین سرطان در مردان جهان بوده که در صورت عدم تشخیص به موقع و درمان آن، منجر به مرگ می شود. متاسفانه اغلب دارو های سنتزی تنها یک مسیر پیام رسانی را مورد هدف قرار می دهند در حالی که دلیل به وجود آمدن سرطان اختلال در مسیر های مختلف پیام رسانی است. امروزه بیشتر دارو های ضد سرطان از مشتقات تولیدات گیاهی بوده که به طور طبیعی قادر هستند چند مسیر پیام رسانی را مورد هدف قرار دهند. ماده کومارینی umbelliprenin یا 7-farnesyloxycoumarin از جمله مواد طبیعی است که از گونه های ferula استخراج می شود و در این پژوهش مورد آزمایش قرار گرفت. در این مطالعه ابتدا دو رده سلولی سرطان پروستات از نظر فعالیت آنزیم 15-lox-1 بررسی شد و رده pc-3 با فعالیت آنزیمی بیشتر انتخاب گردید. پس از آن اثرات مهار کنندگی آنزیمی umbelliprenin بر روی این رده سلولی مورد آزمایش قرار گرفت و مشخص شد توانایی مهار آنزیم 15-lox-1 را در این رده سلولی دارد. همچنین برای آزمودن سمیت سلولی این ترکیب و بررسی خاصیت ضد سرطانی آن، آزمون mtt بر روی این رده سلولی و رده سلولی طبیعی hff3 انجام گرفته و نتایج حاصل مقایسه شدند. نتایج نشان دادند که ic50 این ماده در 24، 48 و 72 ساعت به ترتیب 77/36، 14/35 و g/mlµ 77/38 بوده در حالی که این ماده اثر بسیار کمتری بر سلول های طبیعی hff3 داشت. مشاهدات ریخت شناسی صورت گرفته نیز این نتایج را تایید نمودند. به منظور بررسی آسیب وارد شده به dna، رنگ آمیزی هسته سلول ها با dapi و آزمون comet انجام گرفته و آسیب به dna سلولی محرز شد. در نهایت به منظور تعیین چگونگی عملکرد این ماده، بررسی چرخه سلولی با استفاده از فلوسایتومتری انجام شد. با توجه به نتایج بدست آمده احتمال بر این است که اثرات ضد سرطان umbelliprenin در رده سلولی pc-3 از طریق مهار 15-lox-1 اعمال می شود.

آمار بالای مرگ و میر ناشی از سرطان در جهان به دلیل ناراکارمدی رویکردهای متداول درمانی در مهار گروه وسیعی از بدخیمی ها است. از این رو طراحی رویکرد های نوین، به منظور حذف هدفمند و یا مهار رشد سلول های بدخیم، به شدت احساس می شود و نیل به این هدف به دنبال شناخت دقیق تر ویژگی های سلول های سرطانی ممکن می گردد. با وجود شیوع بالای بدخیمی های مری در ایران، اطلاعات اندکی در ارتباط با انواع ویژگی های زیستی سلول های سرطانی مری در کشورمان موجود می باشد. از این رو در پژوهش حاضر علاوه بر تلاش در جهت تهیه رده سلولی از نمونه های بافتی بیماران ایرانی مبتلا به سرطان مری، رده ای از سلول های سرطانی مری به نام kyse30 جهت تعیین ویژگی های زیستی مورد مطالعه قرار گرفتند. همچنین با توجه به اهمیت و مطالعه های گسترده انجام گرفته در حوزه بالینی، کارایی رویکرد نوین تمایز درمانی با به کارگیری رتینوئیک اسید ارزیابی شد. به علاوه اهمیت دو نشانگر بنیادی سرطانی (cd15) و بنیادی (sox2) در تشخیص سرطان های لوله گوارش در ایران مورد مطالعه قرار گرفت. به منظور تعیین ویژگی های بنیادی، سرطانی و بنیادی سرطانی سلول های kyse30 از فناوری های macs، فلوسایتومتری، ایمونوسیتوشیمی و rt-pcr استفاده شد. بعلاوه بررسی اهمیت برخی از مولکول های زیستی در سلول های kyse30 پس از تیمار با رتینوئیک اسید و با استفاده از فناوری های فلوسایتومتری و real time rt-pcr انجام گرفت. همچنین بیان نشانگرهای sox2 و cd15 در نمونه های سالم و سرطانی مری، معده و کولون با استفاده از فناوری های ایمونوهیستوشیمی وreal time rt-pcr مورد بررسی قرار گرفت. نتایج حاصل از این مطالعه حاکی از بیان نشانگرهای بنیادی سرطانی cd15 و cd44، نشانگر بنیادی sox2 و نشانگرهای سرطانی c-myc، lin28 و p63 در سلول های kyse30 بود. همچنین مطالعه های فلوسایتومتری وreal time rt-pcr نشان دادند که تیمار سلول های kyse30 با رتینوئیک اسید به مهار رشد و القای تمایز در این سلول ها منجر گردید. با توجه به الگوی خاص بیان نشانگرها در سلول های kyse30 تمایز یافته، چنین به نظر می رسد که می توان از آنتی ژن cd44 به عنوان نشانگر مناسبی جهت معرفی سلول های سرطانی با ویژگی های شبه بنیادی در رده سلولی kyse30 استفاده نمود. بررسی اهمیت نشانگرهای cd15 و sox2 در بیماری زایی بدخیمی های لوله گوارش بر عدم وجود تفاوت معنی دار در بیان این دو آنتی ژن بین نمونه های سالم و توموری بافت های معده و کولون و افزایش معنی دار بیان sox2 در نمونه های بدخیم مری دلالت داشت. با این وجود به دلیل شیوع بالای سرطان های گوارشی در دنیا و نیز اهمیت نشانگرهای زیستی در تشخیص به موقع و درمان کارامد سرطان ها، لزوم انجام مطالعه های جامع تر در جهت معرفی نشانگرهای بنیادی سرطانی مناسب برای انواع بدخیمی های گوارشی همچنان مورد نیاز است.

salmonella، یکی از عمده ترین عوامل مسبب بیماری های ناشی از غذا می باشد که باعث بیماری های شدیدی به خصوص در کودکان، افراد پیر و بیمارانی که سیستم ایمنی آنها تضعیف گردیده، می شود. روش های تشخیصی مبتنی بر کشت و سرولوژیکی علاوه بر زمانبر بودن، به دلیل اختصاصیت و حساسیت پایین، کاربرد محدودی دارند؛ لذا جهت تضمین سلامت غذا، دستیابی به روش های دقیق تر و سریع تر برای تشخیص salmonella مورد نیاز می باشد. در این مطالعه به منظور تشخیص باکتری های مختلف گونه salmonella enterica زیرگونه enterica روش pcr و الکتروفورز با شیب دمایی (pcr-ttge) بهینه سازی شده است. روش ttge قادر به تفکیک توالی هایی که حتی در یک جفت باز متفاوت هستند، می باشد، باکتریهای استاندارد salmonella و non-salmonella بر روی محیط tsb (tryptic soy broth)در دمای 37 درجه سانتیگراد به مدت 24 ساعت رشد داده شده و dna ژنومی آنها استخراج گردید. جهت مشاهده ناحیه های ذوب توالی منتخب، از نرم افزار meltingeny استفاده شد. بررسی همردیفی توالی های مورد نظر (یک ناحیه 214 جفت بازی کدکننده اندونوکلئاز غیراختصاصی) در چهار سروتایپ متعلق به این زیرگونه، تفاوت هایی را بین آنها نشان داد؛ لذا برای استفاده در این روش مناسب می باشد. در خصوص اختصاصیت آغازگرهای مربوطه، پس از بهینه سازی شرایط pcr، در ارتباط با باکتری های non-salmonella باندی مشاهده نگردید. حساسیت pcr در نمونه غذایی تلقیح شده با باکتری salmonella typhimurium، بعد از 18 ساعت گرمخانه گذاری در دمای 37 درجه سانتیگراد، cfu/ml 1 تعیین شد. چند نمونه کالباس مرغ نیز جهت تشخیص باکتری های زیرگونه salmonella با دو روش کشت و pcr مورد بررسی قرار گرفتند و آلودگی با این باکتری ها مشاهده نشد. در پایان، بهینه سازی شرایط ttge جهت تفکیک dna باکتری های استاندارد، صورت گرفت. با به کارگیری شیب دمایی 5/62 تا 5/67 درجه سانتیگراد، میزان ramp دمایی c/h?1 و الکتروفورز در ولتاژ ثابت v 130 و مدت زمان 5 ساعت، بهترین حالت تفکیک مشاهده گردید. نتایج نشان داد که نواحی تکثیر یافته حاصل از چهار باکتری salmonella در ژل آگارز 2/1% در یک سطح قرار داشته اما با ایجاد شیب دمایی مناسب، این محصولات با طول یکسان و توالی متفاوت، از یکدیگر قابل تفکیک بوده و موقعیت های متفاوتی را بر روی ژل به خود اختصاص دادند. نمونه های تلقیحی نیز به طور صحیح همسطح با باکتری های مربوطه قرار گرفتند. بنابراین پس از بهینه سازی روش pcr-ttge و تعیین الگوی باندی مشخص برای باکتری های استانداردsalmonella ، می توان به صورت مستقیم باکتری های مختلف این زیرگونه را در مواد غذایی مورد بررسی قرار داد. (ytrptic soy tsb بر روی محیط non-salmonella و salmonella . باکتریهای استاندارد ژنومی آنها استخراج dna در دمای 37 درجه سانتیگراد به مدت 24 ساعت رشد داده شده و broth) استفاده شد. بررسی meltingeny گردید. جهت مشاهده ناحیههای ذوب توالی منتخب، از نرمافزار همردیفی توالیهای مورد نظر (یک ناحیه 214 جفت بازی کدکننده اندونوکلئاز غیراختصاصی) در چهار سروتایپ متعلق به این زیرگونه، تفاوتهایی را بین آنها نشان داد؛ لذا برای استفاده در این روش مناسب می- در ارتباط با باکتریهای ،pcr باشد. در خصوص اختصاصیت آغازگرهای مربوطه، پس از بهینهسازی شرایط در نمونه غذایی تلقیح شده با باکتری pcr باندی مشاهده نگردید. حساسیت non-salmonella بعد از 18 ساعت گرمخانه گذاری در دمای 37 درجه سانتیگراد، ،salmonella typhimurium با salmonella 1 تعیین شد. چند نمونه کالباس مرغ نیز جهت تشخیص باکتریهای زیرگونه cfu/ml مورد بررسی قرار گرفتند و آلودگی با این باکتریها مشاهده نشد. در پایان، بهینه- pcr دو روش کشت و باکتریهای استاندارد، صورت گرفت. با بهکارگیری شیب دمایی dna جهت تفکیک ttge سازی شرایط c/h دمایی ramp 67 درجه سانتیگراد، میزان / 62/5 تا 5 ? 130 و مدت زمان v 1 و الکتروفورز در ولتاژ ثابت 5 ساعت، بهترین حالت تفکیک مشاهده گردید. نتایج نشان داد که نواحی تکثیر یافته حاصل از چهار 1% در یک سطح قرار داشته اما با ایجاد شیب دمایی مناسب، این / در ژل آگارز 2 salmonella باکتری محصولات با طول یکسان و توالی متفاوت، از یکدیگر قابل تفکیک بوده و موقعیتهای متفاوتی را بر روی ژل به خود اختصاص دادند. نمونههای تلقیحی نیز به طور صحیح همسطح با باکتریهای مربوطه قرار گرفتند. و تعیین الگوی باندی مشخص برای باکتریهای pcr-ttge بنابراین پس از بهینهسازی روش میتوان به صورت مستقیم باکتریهای مختلف این زیرگونه را در مواد غذایی مورد ،salmonella استاندارد بررسی قرار داد.

چکیده سرطان پروستات، شایع ترین سرطان و دومین عامل مرگ ناشی از سرطان در مردان می باشد. بر اساس بسیاری از مطالعات، آنزیم 15-لیپوکسیژناز نوع 1 (15-lox-1) و متابولیت های آن در انواع سرطان ها از جمله سرطان پروستات دخیل اند. به صورتی که بیان این آنزیم در سرطان پروستات، با درجه بدخیمی ارتباط مستقیم دارد. بنابراین به نظر می رسد که مهار انتخابی 15-lox-1 در این سلول ها موجب القای آپوپتوز گردد. بدین منظور در این مطالعه، فعالیت آنزیم 15-lox-1 در دو رده از سلول های سرطان پروستات شامل pc-3 و du145اندازه گیری شد. با توجه به عدم فعالیت این آنزیم در سلول های du145 توسط کومارین سنتزی 5-فارنسیل اکسی کومارین (5f)، اثر سمیت سلولی این ترکیب بر روی سلول های pc-3 و سلول های طبیعی hff3 بوسیله آزمون mtt بررسی شد. به منظور مطالعه تراکم کروماتین و ارزیابی میزان آسیب وارد شده به dna این سلول ها، به ترتیب از رنگ آمیزی dapi و سنجش comet استفاده گردید. در نهایت نیز جهت بررسی چرخه سلولی پس از تیمار با 5f، رنگ آمیزی pi و فلوسایتومتری انجام گرفت. مقادیر ic50 حاصل از آزمونmtt پس از 24، 48 و 72 ساعت به ترتیب 40، 27 و µg/ml 26 بدست آمد. در حالی که اثر سمیت بسیار کمی بر سلول های طبیعی hff3 داشت. مشاهدات میکروسکوپی پس از رنگ آمیزی dapi نیز نشان داد که در 63% از سلول های تیمار شده، تراکم کروماتین رخ داده است. همچنین میزان dna در دم سلول-های pc-3 53% بدست آمد. فلوسایتومتری نیز نشان داد که ترکیب 5f موجب توقف چرخه سلولی این سلول ها در فاز g0/g1 می گردد. نتایج حاصله حاکی از این هستند که سمیت سلولی ترکیب 5f و القای مرگ سلولی در سلول های سرطان پروستات احتمالا به دلیل مهار آنزیم 15-lox-1 می باشد. بنابراین، 5f می تواند به عنوان یک ترکیب مستعد ضد سرطان مطرح گردد. هرچند که مطالعات بیشتر بر روی مکانیسم عملکرد و نیز خاصیت ضد سرطانی این ترکیب در شرایط in vivo ضروری به نظر می رسد.

سرطان پروستات دومین سرطان شایع و ششمین علت مرگ و میر سرطان در مردان می باشد. در سرطان پروستات، افزایش بیان آنزیم 15- لیپوکسیژناز- 1 (15-lox-1) گزارش شده و افزایش بیان در ارتباط با درجه بدخیمی است. بنابراین به نظر می رسد که مهار آنزیم 15-lox-1 موجب القای آپوپتوز در سلول های سرطان پروستات گردد. در این پژوهش میزان فعالیت آنزیم 15-lox-1 در سلول های سرطان پروستات (pc-3 وdu145) توسط سنجش اسپکتروفتومتری اندازه گیری گردید. نتایج این سنجش حاکی از فعالیت آنزیمی ناچیز در سلول های du145 بود. به این دلیل برای ادامه مطالعات از رده pc-3 استفاده شد. پس از مشاهده مهار آنزیم 15-lox-1 توسط کومارین سنتزی 6- فارنسیل اکسی کومارین (6f)، اثر سمیت سلولی این ترکیب بر روی سلول های pc-3 و سلول های طبیعی hff3 بوسیله سنجش mtt بررسی گردید. به منظور بررسی ساز و کار عمل این ترکیب رنگ آمیزی dapi و سنجش comet انجام پذیرفت. در نهایت بررسی چرخه سلولی پس از تیمار با 6f، ازرنگ آمیزی pi استفاده گردید. مقادیرic50 ترکیب 6fحاصل از سنجشmtt بر روی سلول های pc-3 در 24، 48 و 72 ساعت به ترتیب 26، 21 و µg/ml 18 بدست آمد. این ترکیب فاقد اثرات سمیت سلولی بر روی سلول های طبیعی hff3 بود. تغییرات ریخت شناسی هسته توسط رنگ آمیزی dapi نشان دهنده میزان تراکم کروماتین در حدود 60% در سلول های pc-3 بود. میزان آسیب dna بررسی شده با سنجش comet، 53% محاسبه گردید. نتایج حاصل از سنجش فلوسیتومتری بعد از اثر دادن غلظت µg/ml18 از ترکیب نشان دهنده توقف چرخه سلولی در فاز g0/g1 بود. نتایج حاکی از این هستند که سمیت سلولی ترکیب 6f و القای مرگ سلولی در سلول های سرطان پروستات احتمالا" به دلیل مهار آنزیم 15-lox-1 می باشد. بنابراین 6f می تواند به عنوان ترکیبی ضد سرطانی در نظر گرفته شود. مطالعات آینده نیازمند بررسی ساز و کار های مولکولی مهار آنزیم در سلول های سرطان پروستات و بررسی اثرات احتمالی ضد سرطانی این ترکیب در شرایط in vivo می باشد. کلمات کلیدی: 15- لیپوکسیژناز- 1، 6- فارنسیل اکسی کومارین، pc-3

تهیه بیوفیلم مشتق از بافت مهندسی شده تاندون و مطالعه اثر آن بر تکثیر و تمایز سلول های بنیادی مزانشیمی به منظور ایجاد داربست مناسب پیشرفت های اخیر زیست شناسی سلول های بنیادی و مهندسی بافت به سمت طراحی ریز محیط های طبیعی به منظور بهبود رشد، تمایز و عملکرد سلول پیش می رود. داربست یکی از اجزای مهم در مهندسی بافت بوده و بافت ها و اندام های سلول زدایی شده دارای موفقیت های چشم گیری در پزشکی ترمیمی بوده اند. هدف از این مطالعه تهیه داربستی طبیعی با استفاده از سلول زدایی تاندون گاو و ارزیابی تاثیر آن بر تکثیر و تمایز سلول های بنیادی مزانشیمی مشتق از بافت چربی انسانی (had-mscs)کشت شده بر روی ماتریکس مهندسی شده تاندون (etm) بود. سلول زدایی بافت تاندون با استفاده از روش های فیزیکی، آنزیمی و شیمیایی به ترتیب توسط نیتروژن مایع، تریپسین و تریتون x-100 صورت گرفت. به منظور تهیه بیوفیلم، ماتریکس سلول زدایی شده تیمار شده با استیک اسید به ظروف 6 خانه ای کشت افزوده شد. had-mscs بر روی آن کشت و پس از 48 ساعت زمان دو برابر شدن جمعیت سلولی تعیین و پتانسیل تمایزی آن ها با استفاده از سنجش معدنی شدن ماتریکس خارج سلولی و لیپید های درون سیتوپلاسمی تعیین گردید. مطالعات بافت شناسی نشان دادند که روش های مورد استفاده برای سلول زدایی بافت تاندون موثر بوده و به علاوه بررسی هیستوشیمی تاندون، حفظ کلاژن نوع i و کربوهیدرات های خنثی نظیر گلیکوپروتئین ها، گلیکوزآمینوگلیکان ها و پروتئوگلیکان ها پس از این فرایند را تایید نمود. نتایج این پژوهش نشان دادند که had-mscs قابلیت اتصال به بیوفیلم را داشته و دارای اثرات افزایشی بر تکثیر و تمایز had-mscs به دودمان های استخوانی و چربی در مقایسه با سطوح کشت پلاستیکی می باشد. به نظر می رسد داربستی با چنین ویژگی هایی دارای کاربرد های مفیدی در مهندسی بافت و پزشکی ترمیمی باشد، هرچند مطالعات بیشتر در زمینه تعیین ویژگی های سلول و بررسی ساختار و سایر اجزای ماتریکس مهندسی شده تاندون ضروری می باشد. کلید واژه: مهندسی بافت، ماتریکس مهندسی شده بافت تاندون، سلول های بنیادی مزانشیمی، سلول زدایی.

سلول های بنیادی اسپرماتوگونی به علت توانایی منحصر به فرد خود در تمایز به اسپرم می توانند در درمان ناباروری، حفظ گونه-های در حال انقراض و فناوری تولید حیوانات تراریخت مورد استفاده قرار گیرند. با این وجود همچنان با یک چالش مهم یعنی چگونگی حصول تعداد خوب سلول و فراهم بودن شرایط رشد بهینه در محیط آزمایشگاه مواجه می باشد. در پژوهش حاضر، بیضه جوجه های یک روزه نر جداشد و کشت اولیه سلول ها انجام پذیرفت. کلنی توسط تست آلکالین فسفاتاز و آزمایش مولکولی تعیین هویت شدند، آن ها نسبت به آلکالین فسفاتاز مثبت ارزیابی شدند و بیان دو فاکتور رونویسی oct4 و stra8 در آزمایش rt-pcr آنها مثبت بود که حضور سلول های بنیادی اسپرماتوگونی را تایید می کند. این کشت ها مورد تیمار با غلظت های مختلف gdnf، bfgf، lif و عصاره بیضه خروس قرار گرفتند همچنین تاثیر لایه تغذیه کننده sto هم در مورد تشکیل کلنی مورد سنجش قرار گرفت. نتایج بررسی فعالیت تشکیل کلنی فاکتورهای رشد gdnf ، bfgfو lif به ترتیب در غلظت ng/ml 15 ، ng/ml 20 و ng/ml 15 بهترین نتایج را به همراه داشت و کلنی های بیشتر و در نتیجه حفظ خودنوزایی بهتری را مشخص نمود. همچنین نتایج آزمایش مشخص کرد که تیمارهای دریافت کننده عصاره بیضه خروس و موش در غلظت µl/ml 20 نسبت به گروه کنترل افزایش معنی داری از تشکیل کلنی را نشان دادند، اما لایه تغذیه کننده sto تاثیر قابل توجه و معنی داری را بروز نداد. این پژوهش یک روش ساده و کاربردی برای جداسازی، کشت و بهینه سازی شرایط آزمایشگاهی را برای سلول های بنیادی اسپرماتوگونی جوجه فراهم آورد. همچنین با استفاده از فاکتورهای رونویسی لازم شرایط کشت را بهبود بخشید و در عین حال برای انجام برخی پژوهش های آینده عصاره های بیضه کم هزینه اما با ارزش را جهت جایگزینی فاکتورهای صنعتی گران قیمت معرفی می کند.

چکیده: نگاهی به آمار و ارقام جدید، نشان می دهند که استفاده از mscs به عنوان یکی از روش های درمانی برای بیماری های مختلف نظیر سکته قلبی، آسیب های نخاعی، دیابت، آسیب های مغزی و ... به صورت روز افزونی در حال افزایش است. اما به هر حال، یکی از مهمترین موانعِ کارآمد بودن روش های سلول درمانی، عدم رسیدن تعداد زیاد و موثری از سلول های زنده به بافت های مورد نظر در تزریق سیستمیک و فرار آن ها در تزریق موضعی می باشد. برای همین، درمان مطلوب به وسیله آن ها به مقدار زیادی کاهش می یابد. این لانه گزینی ناکارآمد mscs ناشی از عوامل متنوعی می باشد، اما به طور اساسی به عدم حضور گیرنده های سطحی مرتبط با لانه گزینی مانند cxcr4 بر روی این سلول ها نسبت داده می شود. لذا، یکی از اهداف این مطالعه، افزایش بیان گیرنده کموکاینی cxcr4 در سطح mscs برون زاد و بررسی تأثیر آن بر میزان مهاجرت سلولی در شرایط in vitro و لانه گزینی در محیط in vivoدر نظر گرفته شد. علاوه بر این، به منظور هدفمند و کارآمدتر کردن مهاجرت و لانه گزینی، از داربست تزریقی هیدروژلی (ch-gp-hec) آزاد کننده کموکاین sdf1 نیز استفاده گردید. در این تحقیق، mscs از مغز استخوان رت و انسان و بافت چربی انسان استحصال شده و از نظر بازده سلول بدست آمده تا پاساژ 3 در مدت زمان معین، مقایسه شدند و در نهایت، از آنجایی که، ad-mscs مشتق از دهنده های مختلف، الگوی رشد تکرار پذیری نشان دادند و بازده سلولی بالایی داشتند، برای مطالعات لانه گزینی انتخاب شدند. پس از پیش تیمار ad-mscs با عوامل شیمیایی مقلّد هیپوکسی مانند dfx، میزان بیان cxcr4 سطحی با فلوسایتومتری، آزمون مهاجرت در شرایط in vitro، rt-pcr و real-time pcr مورد ارزیابی قرار گرفتند. همچنین، داربست تزریقی ch-gp-hec نیز پس از ساخت و بررسی توسط میکروسکوپ الکترونی (sem)، از نظر زیست سازگار بودن با سلول ها، تاثیر بر میزان بقاء، تکثیر سلولی و تمایز mscs به ترتیب به کمک آزمون های pi-fda، mts، رنگ آمیزی های بافت شناسی و آزمون dmmb مورد ارزیابی قرار گرفتند. الگوی آزادسازی پروتئین از آن، نیز با روش سنجش با bca بررسی شد. بر خلاف نتایج فلوسایتومتری، دیگر آزمون ها شامل سنجش مهاجرت، بررسی های rt-pcr و real-time pcr نشان دادند که ad-mscs پس از پیش تیمار با dfx، افزایش در میزان بیان ژن cxcr4 درون سلولی را داشتند. بررسی های داربست ch-gp-hec نشان دادند که این داربست، علاوه بر زیست تجزیه پذیر بودن، با mscs زیست سازگار بوده و قابلیت بقاء، تکثیر و تمایز سلول ها را کاهش ندادند. همچنین این داربست دارای یک الگوی رهاسازی تدریجی پروتئین های موجود در خود بود. نتایج بررسی لانه گزینی نشان دادند که ad-mscs پیش تیمار شده با dfx قابلیت ماندگاری بیشتری در درون داربست حاوی sdf1 را داشته و باعث افزایش رگ زایی نیز شدند.

سرطان پروستات دومین سرطان شایع در مردان جهان بوده و 19% از کل موارد ابتلا به سرطان در کشورهای در حال توسعه مربوط به این بدخیمی می باشد. افزایش بیان آنزیم 15-لیپوکسیژناز-1 (15-lox-1) در تومورهای پروستات گزارش شده است. مطالعات نشان می دهند که سطوح بیان 15-lox-1 با درجه گلیسون در ارتباط می باشد به گونه ای که درجه گلیسون بالاتر، معادل بیان بیشتر 15-lox-1 است. کومارین ها ترکیباتی هستند که اغلب جزء متابولیت های ثانویه در گیاهان سبز، قارچ ها و باکتری ها می باشند. برخی از مشتقات کومارینی با داشتن اثر مهاری بر آنزیم 15-lox-1، فعالیت ضد سرطانی دارند. هدف از این مطالعه بررسی اثرات سمیت سلولی و ضد سرطانی ترکیب سنتزی8-farnesyloxycoumarin (8f) در سلول های سرطان پروستات می باشد. در این مطالعه بررسی فعالیت آنزیمی 15-lox-1 به روش اسپکتروفتومتری، حاکی از بیان بالای این آنزیم در سلول های pc-3 بود و لذا این رده سلولی برای بررسی های بعدی انتخاب شد. علاوه براین تأثیر ترکیب 8f بر میزان فعالیت آنزیمی در این سلول ها نیز با همین روش مورد سنجش قرار گرفت. سلول های pc-3 و رده سلولی hff3 به عنوان سلول های طبیعی، در بازه های زمانی 24، 48 و 72 ساعت با غلظت های افزایشی از ترکیب 8f (از 3 تا (µg)/ml 50) برای انجام آزمون mtt تیمار شدند. نتایج با نمونه کنترل حاوی محلول معادل dmso، کنترل تیمار نشده و سلول های تیمار شده با ترکیب 4-mmpb (مهارکننده اختصاصی 15-lox-1) به عنوان کنترل مثبت مقایسه گردید. برای بررسی وضعیت کروماتین و هسته سلول، پس از تیمار با این ترکیب، رنگ آمیزی dapi و جهت تعیین میزان آسیب وارد شده به dna، آزمون comet انجام شد. در نهایت وضعیت چرخه سلولی نیز پس از تیمار با 8f، با کمک رنگ آمیزی pi مورد بررسی قرار گرفت. نتایج اسپکتروفتومتری کاهش فعالیت آنزیم 15-lox-1 را پس از تیمار سلول های pc-3 با 8f نشان داد. مقادیر ic50 این ترکیب در آزمون mtt معادل 35، 15، و (µg)/ml 14(95/48، 40/92 و mµ 38/192) به ترتیب بعد از 24، 48 و72 ساعت تیمار محاسبه گردید. این ترکیب فاقد اثرات سمیت سلولی بر روی سلول های طبیعی hff3 بود. نتایج رنگ آمیزی dapi نشان دهنده قطعه قطعه شدن هسته و متراکم شدن کروماتین در 47% از سلول ها بود. آزمون comet نیز میزان آسیب dna را در سلول های تیمار شده با 8f، 52% برآورد نمود. از طرف دیگر نتایج رنگ آمیزی pi تجمع 71% از سلول ها در فاز g1 و در نتیجه توقف چرخه سلولی در این فاز را نشان می داد. بر این اساس می توان گفت ترکیب 8f با مهار آنزیم 15-lox-1 در سلول های pc-3، توقف چرخه سلولی در فاز g1 و احتمالاً القای آپوپتوز، دارای اثرات ضد سرطانی در این سلول ها می باشد. تعیین مکانیسم دقیق مهار رشد سلولی و پروتئین های دخیل در عملکرد این ترکیب به مطالعات بیشتری نیاز دارد.

امروزه، بعلت کاربردهای گسترده سلول های بنیادی اسپرم ساز ماکیان، دسترسی به این سلول ها از اهمیت بسیار بالایی برخوردار است. مطالعات اندکی در رابطه با جداسازی، تعیین هویت و غنی سازی این سلول ها در جوجه انجام شده است. بنابراین، این مطالعه با هدف بررسی الگوی بیان نشانگرهای مولکولی مختلف و بررسی قدرت بنیادینگی و همچنین تکثیر و خالص سازی جمعیت سلول های بنیادی اسپرم ساز جوجه 1 روزه در آزمایشگاه طراحی گردید. برای این منظور، روش هضم مکانیکی و کشت قطعات بیضه، برای دسترسی به سلول های بیضه جوجه استفاده شد. الگوی بیان نشانگرهای مولکولی مختلف در بیضه و کشت های سلولی حاصل از آن با استفاده از روش های rt-pcr، بررسی های ایمنوسیتوشیمی و فلوسایتومتری و آزمون فعالیت آلکالین فسفاتاز مورد بررسی قرار گرفت. همچنین قدرت بنیادینگی سلول های بنیادی اسپرم ساز جوجه طی کشت، بوسیله تمایز آنها به سلول های چربی، استخوانی و شبه نورونی با استفاده از محیط های تمایزی اختصاصی و همچنین بطور ویژه تمایز به اسپرماتوزوآ در نوعی سیستم کشت سه بعدی در آگار نرم (3d-sacs)، مورد بررسی قرار گرفت. بعلاوه، از طریق جایگزینی سرم با b27 و غنی سازی محیط کشت با ترکیبی از فاکتورهای رشد مختلف (gdnf، bfgf، egf و (lif، شرایط کشت مناسب جهت توسعه و خالص سازی جمعیت سلول های بنیادی اسپرم ساز فراهم شد. نتایج حاصل از این مطالعه، وجود ردیف ها، خوشه ها و کلونی های سلولی مرتبط با سلول های بنیادی اسپرم ساز را در کشت های سلولی حاصل از بیضه نشان داد. بعلاوه، مشخص شد که سلول های تشکیل دهنده کلونی برای فعالیت آلکالین فسفاتاز و بیان نشانگرهای pou5f1 (oct4/cpouv) و gpr125 در سطح پروتئین مثبت، اما برای ssea-1 منفی بودند. ژن هایc-kit، thy-1، gpr125، nanog، pou5f1، gdnf، gfr?1، spry-1، plzf، cvh، stra-8، dazl، bcl6b و asz-1 را در سطح رونوشت بیان می کردند. بعلاوه، بررسی تمایز سلول های حاصل از بیضه جوجه به سلول های چربی، استخوانی، شبه نورون و اسپرم نیز نشان داد که سلول های تشکیل دهنده کلونی موجود در این کشت ها، نه تنها بنیادینگی خود را در کشت حفظ کرده، بلکه همچنین پتانسیل چند توانی نیز دارند. همچنین، این مطالعه حاکی از آن بود که کشت سلول های بیضه ای جوجه در محیط کشت فاقد سرم و غنی شده با فاکتورهای ذکر شده در بالا، بدون استفاده از لایه مغذی sto و بستر پوشیده شده با ژلاتین، از یک سو منجر به تکثیر شدید (صدها برابری) سلول های تشکیل دهنده کلونی و از سوی دیگر حذف تدریجی دیگر سلول های بیضه ای، در مقایسه با کشت های کنترل گردید. بطور کلی، این مطالعه نه تنها مبین یک روش کشت کارآمد معمول در آزمایشگاه برای دسترسی به تعداد فراوان سلول های بنیادی اسپرم ساز جوجه می باشد، بلکه همچنین دیدگاه جدیدی را در رابطه با الگوی بیان نشانگرهای مولکولی سلول های اسپرماتوگونیا، به ویژه سلول های بنیادی اسپرم ساز، در بافت بیضه جوجه 1 روزه و کشت های سلولی حاصل از آن ایجاد می نماید. از سوی دیگر، این مطالعه برای اولین بار روش موفقیت آمیزی را برای القاء فرآیند اسپرم زایی در آزمایشگاه و تولید سلول های شبه اسپرم از سلول های کشت شده بیضه جوجه، ارائه نموده است.

لیگنوسلولز ماده آلی تجزیه پذیری است که جز ساختار اصلی تمام گیاهان می باشد. در طبیعت، تجزیه توده زیستی توسط کمپلکس سلولازی میکروارگانیسم هایی از جمله قارچ ها و باکتری ها، صورت می گیرد. این کمپلکس شامل 3 نوع فعالیت آنزیمی اندوگلوکانازی، اگزوگلوکانازی و بتا گلوکوزیدازی می باشد. trichoderma از قارچ های آسکومیست مزوفیل می باشد که به طور گسترده در صنعت به عنوان منبع تولید سلولاز استفاده می شود. این قارچ توسط محیط اختصاصی الاد و چت جداسازی و در محیط کشت اختصاصی سلولز، قادر به ترشح آنزیم های سلولازی می-باشد. هدف این مطالعه جداسازی و شناسایی ریخت شناسی و مولکولی گونه های مختلف trichoderma از خاک جنگل های شمال ایران و بررسی فعالیت سلولازی آنهاست. برای دستیابی به این هدف سوسپانسیون خاک های مناطق مختلف در محیط کشت اختصاصی الاد وچت کشت داده شد. پس از آن بررسی کیفی فعالیت سلولاز با معرف قرمز کنگو انجام گرفت. به این ترتیب 4 جدایه cdt1، cdt2، cdt3 و cdt4 جداسازی و بررسی کمّی فعالیت اندوگلوکانازی، اگزوگلوکانازی و fpase به روش fpa بر روی آنها انجام شد. جدایه ی cdt1 بالاترین فعالیت اندوگلوکانازی و اگزوگلوکانازی و fpase را به ترتیب به میزانu/ml 6331/3 و u/ml7418/0 و 2197/1 را در مقایسه با سایر جدایه ها نشان داد. تعیین توالی بخشی از 18s rdna نشان داد که این جدایه بیشترین شباهت را به جنس hypocera lixii دارد. با توجه به فعالیت بالای اندوگلوکانازی این جدایه، همسانه سازی ژن مربوطه حائز اهمیت می باشد. واژگان کلیدی: trichoderma، سلولاز، سنجش فعالیت آنزیم، 18s rdna

با توجه به خصوصیات کاربردی سلول های بنیادی مزانشیمی مشتق از بافت چربی در عرصه های مختلف، از جمله پزشکی ترمیمی، و چشم اندازهای درمانی که برای این سلول ها متصور می شوند، شناخت مکانیسم های دخیل در خودنوزایی و بنیادینگی این سلول ها ضروری به نظر میرسد. از آنجایی که تنظیم اپی ژنتیکی ساختار کروماتین در حافظه سلول، و بنابراین هویت هر سلول مهم است، مطالعه پروتئین های دخیل در این فرایند در سلول های مذکور حائز اهمیت می باشد. دمین های دو ظرفیتی (حاوی نشانه های هیستونی h3k27me3 و h3k4me3) در هویت بنیادی سلول های es دارای نقش بارزی هستند، از سوی دیگر با توجه به نقش کلیدی فاکتور wdr5 در برقراری نشانه h3k4me3، و ارتباط این نشانه اپی ژنتیکی با فعالسازی ژنی، ارتباط این فاکتور در سطح بیان ژن با بنیادینگی admscs مورد بررسی قرار گرفت. همچنین ارتباط بیان این فاکتور با بیان ژن های oct4 و hif-1a در سلول های admscs تیمار شده با رتینوئیک اسید و همچنین تیمار شده با ترکیبات مقلد هایپوکسی شامل کلرید کبالت، دسفری اکسامین و والپروئیک اسید مورد بررسی قرار گرفت. بدین منظور admscs انسانی از نمونه های بافتی حاصل از لیپوساکشن استحصال و کشت گردید. سپس سلول ها با ترکیب رتینوئیک اسید (که سبب القاء تمایز می شود)، و ترکیبات مقلد هایپوکسی یعنی کلرید کبالت، دسفری اکسامین و والپروئیک اسید مورد تیمار قرار گرفتند. در مراحل بعد به ترتیب استخراج rna از این سلول ها، سنتز cdna و در نهایت بررسی بیان ژن با روش real time pcr نسبی انجام گرفت. بیان ژن wdr5 با تیمار رتینوئیک اسید کاهش و با تیمارهای کلرید کبالت، دسفری اکسامین و والپروئیک اسید افزایش یافت. بنابراین بیان ژن wdr5 با هدایت admscs به سمت تمایز کاهش یافته و با حالت تمایز نیافته این سلول ها در ارتباط می باشد. با توجه به اینکه نتایج نشان دادند که بیان ژن oct4 در admscs قابل تشخیص نیست، مکانیسم کنترل بیان ژن wdr5 و به تبع آن مکانیسم های اپی ژنتیکی که این پروتئین در آن ها دخیل است، می بایست در این سلول ها متفاوت از سلول های es باشد. در مرحله بعد بیان ژن hif-1alpha با تیمارهای شیمیایی مورد مطالعه در این تحقیق، توسط روش real time pcr نسبی مورد بررسی قرار گرفت. نتایج نشان داد که بیان ژن hif-1alpha با تیمارهای رتینوئیک اسید و کلرید کبالت کاهش و پس از تیمار با والپروئیک اسید افزایش یافته، و در مورد تیمار دسفری اکسامین تفاوت معنی داری مشاهده نشد. با در نظر گرفتن اینکه در مقالات افزایش بیان فاکتور hif-1alpha با تیمارهای کلرید کبالت و دسفری اکسامین در سطح پروتئین، و نه در سطح rna، گزارش شده، مطالعات بیشتر در زمینه ارتباط بیان ژن wdr5 با سطح پروتئین hif-1 ضروری می باشد.

قابلیت پر توانی سلول های بنیادی اسپرم ساز (sscs)، موجب شده است که توجه دانشمندان بیش از پیش به این سلول ها جلب گردد، به طوریکه هر روز ابعاد جدیدی از کاربرد آن-ها مشخص می شود. سلول های بنیادی مزانشیمی (cmscs) یکی از معدود منابعی هستند که تاکنون برای تمایز به این سلول ها استفاده شده اند. در این پژوهش cmscs به دست آمده از مغز قرمز استخوان جوجه با ra، gdnf و عصاره بیضه خروس و موش در شرایط آزمایشگاهی به مدت 14 روز تیمار شدند. بیان نشانگر های سلول های زایا در سلول های حاصل از تیمار با ra، gdnf و عصاره بیضه خروس پس از 7 روز، با روش rt-pcr نشان داده شد. در صورتیکه تیمار سلول ها با عصاره بیضه موش باعث القاء بیان هیچ کدام از ژن های سلول های زایا در این سلول ها نشد. سلول های حاصل از تیمار cmscs با gdnf در مقایسه با تیمار ra، علاوه بر نشانگرهای سلول های زایا، نشانگر های خودنوزایی pou5f1 و nanog را نیز بیان کردند. بعلاوه سلول های تیمار شده با ra و gdnf به ترتیب حدود 20 و 40 درصد افزایش در بیان نشانگر های tra-1-60 و tra-1-81 نسبت به سلول های تیمار نشده را نشان دادند که مبین تمایز این سلول ها به سلول-های شبه زایا می باشد. همچنین تیمار cmscs با عصاره بیضه خروس در محیط سه بُعدی sacs، باعث ایجادسلول هایی با ریخت شناسی شبیه سلول های زایا در چرخه اسپرم زایی گردید.

boris/ctcfl پروتئینی است که در ساختار آن حاوی 11 موتیف(motif) انگشت روی (zinc finger) می باشد و به عنوان پارالوگ (paralogue) ctcf شناخته شده است. ctcf پروتئینی است که در همه بافت ها بیان می شود و در بیان ژن ها و سازمان دهی کروماتین نقش های متنوعی دارد. برخی محققان معتقد هستند که بیان boris به بافت بیضه طبیعی، سلول های سرطانی و پرتوان محدود شده است، بنابراین boris را به عنوان یک ژن سرطانی- بیضه ای (cancer-testis gene) در نظر می گیرند که احتمالاً به عنوان یک انکوژن(oncogene) در تکثیر سلول های سرطانی دخالت دارد. در نقطه مقابل بر اساس سایر مطالعات، boris به طور گسترده تر در سلول های سوماتیک طبیعی و تمایزیافته نیز بیان می شود. بنابراین احتمالاً در عملکردهای سلولی عمومی تر نقش ایفا می کند. هدف از این مطالعه بررسی ارتباط بیان boris با وضعیت سرطانی-پرتوانی سلول ها می باشد. بدین منظور بیان boris در وضعیت های سلولی مختلف شامل سلول پرتوان، تمایزیافته، سرطانی و غیر سرطانی بررسی شده است. بررسی ها نشان داد القاء تمایز در سلول های پرتوان p19 منجر به کاهش شدید بیان نشانگرهای پرتوانی از جمله ssea1، oct4، nanog و آلکالین فسفاتاز درسطح پروتئین می شود، همچنین بررسی های کمی با real time pcr نشان دادکه میزان بیان oct4 و nanog در سلول های تمایزیافته به ترتیب بیش از 99% و 80% نسبت به p19 های تمایزنیافته کاهش می یابد. در نقطه مقابل بررسی میزان بیان boris در سطح رونوشت و پروتئین نشان داد که میزان بیان آن در طول تمایز سلول های پرتوان p19 تغییر معناداری نمی کند. بنابراین بیان boris به سلول های پرتوان محدود نمی شود و بعد از القاء تمایز سلول های پرتوان میزان بیان آن تغییر نمی کند. علاوه براین مقایسه بیان boris در سطح رونوشت در چند رده سلول سرطانی (n2a و ct26) و چند رده سلول غیر سرطانی (nih/3t3 و sto) نشان می دهد که تفاوت معناداری بین بیان boris در رده سلول های سرطانی و غیرسرطانی وجود ندارد، بنابراین طبیعت سرطانی یا غیر سرطانی بودن رده های سلولی تعیین کننده سطح بیان boris نمی باشد. همچنین نتایج این مطالعه نشان داد که boris در کشت اولیه سلول های فیبروبلاست جنینی موش بیان نمی شود. از آنجایی که برخلاف کشت اولیه سلول ها، رده های سلولی در معرض تکثیر نامحدود قرار می گیرند، بنابراین امکان ایجاد ناهنجاری های کروموزومی و از آن جمله تکثیر ناحیه قرارگیری boris و در نتیجه افزایش بیان boris در آنها وجود دارد.

در بسیاری از موجودات پرسلولی، سلول‏های زایا منشا تشکیل موجودات جدید هستند و پایداری و ماندگاری اطلاعات ژنتیکی را در طی نسل‏ها تضمین می‏نمایند. توانایی سلول‏های بنیادی اسپرم ساز به عنوان گروهی از سلول‏های زایا، در فرآیند خود‏‏‏نوزایی و قابلیت تبدیل شدن به سلول‏های بنیادی پرتوان، فرصتی را جهت درمان‏های با مشکلات اخلاقی کمتر و همچنین دستکاری‏های ژنتیکی درجهت تولید حیوانات تراریخته فراهم ‏می‏آورد. بدین ترتیب درک مولکولی سیستم‏های ژنتیکی این گروه از سلول‏ها و افزایش دانش در زمینه زیستی آن‏ها، می تواند در به کارگیری آن‏ها در زمینه‏های پزشکی و درمانی حائز اهمیت باشد. در این مطالعه، یک ناقل لنتی ویروسی dual promoter (fum-m) دارای دو پروموتر اختصاصی در مسیرسلول‏های زایا، به نام‏های stra8 و c-kit، طراحی شد که به ترتیب بیان دو ژن گزارشگر zsgreen و dsred2 را کنترل می‏نمایند. همچنین جهت بهبود عملکرد آن در گزارش شرایط واقعی سلول، مطابق با مطالعات گذشته، توالی‏های کمکی مانند توالی‏های عایق، s/mars و توالی‏های توقف، در این ناقل قرار داده شدند. حضور توالی ژن مقاومت به آنتی‏بیوتیک پیورومایسین، یکی دیگر از ویژگی‏های این سازه می‏باشد که توان انتخاب سلول‏های stra8+ را در بین سایر سلول‏ها به این سازه می‏دهد. در این پژوهش جهت ارزیابی عملگربودن سازه و کارآمد بودن پروموترهای موجود در آن، پس از انتقال سازه به چندین رده سلولی و تایید فعالیت توالی‏های پروموتری و همچنین فعال بودن ساختار لنتی ویروسی آن، قدرت پاسخ‏گویی سازه در حضور تیمارهای مختلفی چون رتینوئیک اسید (ra)، عصاره‏های بیضه موش و خروس، dmso و ریزمولکول chir99021 (به عنوان عاملی موثر در بازبرنامه نویسی سلول) با استفاده از روش‏های فلوسایتومتری و real-time pcr مورد ارزیابی قرار گرفت. القا عملکرد هر دو پروموتر stra8 و c-kit موجود در سازه با ra به واسطه حضور توالی های حساس به این ماده در سطح پروموتر و همچنین کاهش عملکرد پروموترها در حضور عصاره‏های بیضه موش و خروس، بیانگر قدرت دینامیکی سازه در شرایط محیطی مختلف بود. از طرفی تطابق پاسخ هر دو پروموتر موجود در سازه با پروموترهای اندوژنوس آن‏ها در حضور dmso و chir99021، توانست صحت طراحی سازه و عملگربودن توالی‏های عایق و دیگر توالی‏های کمکی موجود در سازه را تایید نماید. اما با وجود تایید عملکرد پروموترc-kit طی آزمایش‏های انجام شده، پروتئین گزارشگر dsred2 نتوانست عملکرد مناسبی را در سطح پروتئین نشان دهد و شناسایی آن با میکروسکوپ فلورسنت ممکن نشد که پیش‏بینی می‏شود جایگزین کردن این ژن گزارشگر با انواع دیگر در طی آزمایش‏های تکمیلی در آینده، بتواند در بهبود عملکرد سازه موثر باشد. بنابراین نتایج نشان داد که سازه لنتی ویروسی fum-m توانسته است گزارشی مطابق با شرایط واقعی سلول در اختیار ما قرار دهد و به نظر می‏رسد بهبود ساختار سازه، رفع مشکلات تکنیکی و طراحی آزمایش‏های تکمیلی در آینده، بتواند fum-m را به عنوان ابزاری کاربردی در جهت ردیابی وقایع تکوینی در مسیر سلول‏های زایا معرفی کرده و دیدگاه‏های جدیدی را در طراحی ساختارهای اختصاصی‏تر و با کیفیت بالاتر فراهم آورد.

در حال حاضر درمان های موثری برای بسیاری از بیماری های پوستی، نقص های ژنتیکی و بیماری های خود ایمنی وجود ندارد. پزشکی ترمیمی در پی یافتن منابع سلولی کارآمد و ایمن برای بازسازی بافت ها و اندام های آسیب دیده و همچنین راهکارهایی برای بهبود بیماری ها می باشد. سلول های بنیادی جنینی انسانی (hescs) دو ویژگی مهم به نام خودبازسازی و پرتوانی دارند. با این وجود، استفاده از سلول های بنیادی پرتوان جنینی در سلول درمانی با دو مانع بزرگ ناسازگاری ایمنی و نگرانی های اخلاقی همراه است. از این رو القاء پرتوانی در سلول¬های تمایزیافته هر فرد، میتواند راهکاری مناسب جهت غلبه بر این مشکلات باشد. تاکنون روش¬های متعددی به منظور القاء پرتوانی در سلول های پیکری به کارگرفته شده است. که یکی از آن¬ها به کمک القاء فاکتورهای پرتوانی صورت می¬گیرد. اما استفاده از این سلول ها در بالین، به دلیل به کارگیری ناقل های ویروسی بسیار محدود می باشد. بنابراین پی بردن به ترکیبی از ریزمولکول ها با قابلیت جایگزینی فاکتور های پرتوانی اگزوژن، ضروری می باشد. در این مطالعه، روشی جدید به منظور القاء تمایززدایی به کار گرفته شد؛ که طی آن، از محیط کشت جمع آوری شده (conditioned medium) از بافت در حال ترمیم گوش خرگوش سفید نیوزلندی، به منظور القاء تمایززدایی در سلول های hacat استفاده شد. در این بررسی با استفاده از روش کمّی real-time pcr نسبی، سطح بیان کراتین های تمایزی، involucrin و p63 در این سلول¬ها بررسی گردید. تیمار سلول های hacat با این cm منجر به کاهش بیان ژن های تمایزی کراتینوسیت از قبیل krt5، krt10، krt20 و ivl و افزایش بیان ژن تکثیری p63 در سلول¬ها شد که این نشان دهنده درجاتی از تمایززدایی است. برخی از مسیرهای دخیل در پیام¬رسانی ترمیم که ممکن است در القاء تمایززدایی در سلول¬هایhacat نقش داشته باشند عبارتند از tgf?، fgf، bmp و msx1. مطالعه و شناسایی دقیق سازوکار¬ ها و مسیر های پیام دهی احتمالی که به واسطه آن ها، cm مذکور باعث بروز تمایززدایی یا برنامه نویسی مجدد می شود، می¬تواند در درمان بیماری¬های پوستی و ترمیم زخم مورد استفاده قرار گیرد.

داربست¬ها جزء اصلی مهندسی بافت، جهت ایجاد بستر سه بعدی برای حمایت از رشد و تمایز سلول ها می¬باشند. اندازه و درصد تخلخل و همچنین روش ساخت داربست و مواد تشکیل دهنده آن، از عوامل موثر بر خواص مکانیکی داربست هستند. هدف از این مطالعه، بررسی برهم¬کنش بافت بلاستمای حاصل از لاله گوش خرگوش، با ماتریکس سلول¬زدایی شده شش قورباغه، می¬باشد. در این مطالعه فرض بر این است که شش قورباغه، بافتی شفاف و با ضخامت کم است و می تواند مدل مناسبی برای سلول¬زدایی باشد. بافت بلاستما تجمعی از سلول¬های تمایز نیافته است که قابلیت تقسیم را مشابه سلول¬های جنینی دارا می¬باشند و در ناحیه پانچ شده لاله گوش خرگوش تشکیل می¬گردد. در این پژوهش برای اولین بار اقدام به تولید داربست سه بعدی شش قورباغه (pelophylax ridibundus)شده و سپس حلقه بلاستمایی حاصل از لاله گوش خرگوش نیوزلندی، در اطراف آن مونتاژ گردید و میزان نفوذ و مهاجرت سلول¬های بافت بلاستمایی به سمت داربست، به کمک روش¬های بافت¬شناسی بررسی شد. به منظور حذف سلول¬ها از بافت شش قورباغه، از روش¬های فیزیکی و شیمیایی سلول¬زدایی، شامل انجماد-ذوب سریع و درصدهای مختلفی از شوینده یونی سدیم دودسیل سولفات (sds) در بازه های زمانی متفاوت، استفاده گردید. پس از تهیه داربست، بافت بلاستما با دو مرحله پانچ، با فاصله زمانی 48 ساعت، از گوش خرگوش به دست آمد. سپس ماتریکس¬های سه بعدی مونتاژ شده با بافت بلاستمای حاصل از پانچ لاله گوش خرگوش نژاد نیوزلندی (orytolagus cuniculus) در شرایط in vitro، به مدت 30 روز کشت داده شدند. در نهایت مطالعات بافت شناسی، جهت بررسی مهاجرت سلول¬های بافت بلاستما به داربست، در روزهای متفاوت پس از کشت انجام گرفت. مطالعات میکروسکوپی و آماده¬سازی نمونه¬ها بر اساس رنگ¬آمیزی¬های اختصاصی و همچنین نتایج بررسی با استفاده از میکروسکوپ الکترونی، حذف سلول¬ها از داربست و حفظ و حضور رشته¬های کلاژن و الاستین را در داربست آماده شده با استفاده از sds 5/0% (به مدت 24 ساعت) تأیید نمود و نتایج، حاکی از چسبندگی و مهاجرت سلول¬ها از بافت بلاستما به سمت ماتریکس مورد نظر بود. این بررسی نشان داد که داربست شش سلول¬زدایی شده قورباغه، با دارا بودن مولکول¬های مهمی از جمله الاستین و کلاژن، در القاء رفتارهایی مثل چسبندگی، مهاجرت و احتمالاً تمایز سلول¬های بافت بلاستما موثر بوده و ضمن حفظ ساختار و ترکیبات اصلی خود، می¬تواند به عنوان بستر مناسبی جهت بررسی رفتارهای سلولی و مدل مناسبی جهت کاربرد احتمالی در مهندسی بافت به کار رود. واژه های کلیدی: ماتریکس خارج سلولی، مهندسی بافت، شش قورباغه، سلول¬زدایی، داربست طبیعی، بافت بلاستما.

perovskia abrotanoides karel (برازمبل) گیاهی پایا، درختچه¬ای، با گل¬های آبی مایل به بنفش و متعلق به خانواده نعناع است که به صورت خود رو در ایران، افغانستان، پاکستان و ترکمنستان رشد می¬کند. برازمبل یکی از گونه¬های گیاهی ارزشمند شمال ایران است که خواص دارویی متعددی از جمله فعالیت ضد لیشمانیوز، ضد پلاسمودیوم، ضد درد و ضد التهاب، ضد باکتری و سمیت سلولی، برای آن گزارش شده است. در این پژوهش به بررسی خاصیت آنتی اکسیدانی اسانس و عصاره برگ و گل گیاه برازمبل، در مراحل مختلف رشد و نمو گیاه، در محیط شیمیایی و سلولی، پرداخته شد. در این تحقیق پس از سنجش محتوای فنلی و فلاونوئیدی عصاره¬ها، و شناسایی اجزای سازنده نمونه¬های اسانس به روش gc-ms، خاصیت آنتی اکسیدان عصاره و اسانس های به دست آمده از برگ و گل در مراحل مختلف فنولوژی، با روش¬های dpph، bcb و tbars مورد بررسی قرار گرفت. نتایج نشان داد که مراحل فنولوژی و نوع اندام تأثیر معنی داری بر محتوای ترکیبات فنلی و فلاونوئیدی و خاصیت آنتی اکسیدان عصاره و اسانس حاصل از این گیاه دارد. بیشترین محتوای ترکیبات فنلی و فلاونوئیدی و بیشترین فعالیت آنتی اکسیدان متعلق به برگ گیاهانی بود که در مرحله رشد رویشی قرار داشتند به همین دلیل، توانایی عصاره و اسانس برگ¬ها در این مرحله فنولوژی، برای محافظت از سلول¬های hff3 (فیبروبلاست نرمال پوست ختنه گاه انسان) در برابر آسیب اکسیداتیو (القا شده توسط هیدروژن پراکسید) بررسی شد. جهت تعیین غلظت های غیر سمی عصاره و اسانس، روش mtt به کار گرفته شد. نتایج آزمون h2o2 نشان داد که هر دو عصاره و اسانس به دست آمده از برگ گیاه برازمبل توانایی زیادی در ممانعت از آسیب های اکسیداتیو داشتند و این فعالیت به طرز معنی داری بیشتر از خاصیت آنتی اکسیدانی آسکوربات (آنتی اکسیدان استاندارد) بود.

در این پژوهش، بعد از نمونه برداری و تهیه دیسک بین مهره ای گاو، سلول زدایی با استفاده از روش های فیزیکی (ذوب و انجماد سریع) و شیمیایی(استفاده از سدیم دودسیل سولفات 1/5% در بازه زمانی 24 ساعت) انجام شد. سپس داربست درون بافت بلاستمایی حاصل از پانچ لاله گوش خرگوش قرار داده شده و در محیط کشت به مدت 30 روز نگهداری گردید. برهم کنش های بین بافت بلاستما و داربست در بازه های زمانی 5 روزه و به کمک روش های بافت شناسی مطالعه شد.مطالعات بافت شناسی و همچنین بررسی توسط میکروسکوپ الکترونی، علاوه بر تأیید حذف سلول ها از بافت همراه با حفظ کلاژن و محتوای ecm درون داربست، چسبندگی، مهاجرت و احتمالاً تکثیر و تمایز سلول های بلاستمایی در داخل داربست را نیز نشان دادند

در این پژوهش، تاندون آشیل گاو از کشتارگاه مشهد تهیه شده و سلول زدایی آن با استفاده از تیمارهای شیمیایی مختلف شامل (w/v)1/0% edta و محلول حاوی (w/v)5/1% sds و (w/v) 1/0% edta انجام شد. بافت بلاستما، با دو مرحله پانچ با فاصله زمانی 48 ساعت از گوش خرگوش به دست آمد. پس از مراحل شستشو، داربست های سلول زدایی شده درون حلقه ها مونتاژ و کشت داده شدند و همچنین داربست های تهیه شده جهت کشت با had-mscs نیز مورد استفاده قرار گرفتند. مطالعات بافت شناختی داربست ها پس از سلول زدایی نشان داد که هسته ها و اجزای سلولی از بافت حذف شدند. بررسی با میکروسکوپ الکترونی نگاره مشخص کرد که طی فرایند سلول زدایی، رشته های کلاژن سالم مانده اند. از طرفی آنچه که در روزهای مختلف بعد از کشت مشاهده شد، چسبندگی و نفوذ کم سلول های بلاستمایی و had-mscs به درون داربست بود. با این حال به علت تراکم بالای رشته های کلاژن و تخلخل پایین داربست، نفوذی به نواحی مرکزی تر داربست مشاهده نشد. همچنین نتایج آماری مشخص کرد که تراکم سلول ها در روز بیستم پس از کشت به طور معنی داری بیشتر از سایر روزها بود. به نظر می رسد، had-mscs، با توجه به اینکه چسبندگی زودتری نسبت به بلاستما نشان داده و تا روز سی ام نیز در داربست باقی مانده بودند، برای این داربست مناسب تر باشند.

سرطان به عنوان دومین عامل مرگ و میر در جهان شناخته می شود که بار احساسی، اجتماعی و اقتصادی زیادی بر بیماران مبتلا به آن اعمال می کند. متاستاز به عنوان فرآیند حیاتی در سرطان، شامل فاکتور ها و مولکول های تنظیمی مختلف است. گیرنده های کموکاینی از عوامل اصلی مهاجرت سلولی هستند و افزایش بیان این گیرنده ها در سلول های سرطانی منجر به مهاجرت و متاستاز این سلول ها می شود. ترکیب بربرین، یک ایزوکوئینولین قلیایی است که در انواع مختلفی از گیاهان از جمله زرشک berberis vulgaris یافت می شود. در دهه گذشته، اثرات سمیت سلولی و کشندگی بربرین بر روی سلول های سرطانی مختلف، توسط مطالعات بسیاری بیان شده است. در این مطالعه، به منظور بررسی اثرات سمیت سلولی بربرین و تعیین ic50 این ترکیب بر روی سلول های kyse-30 به عنوان یک رده سلولی سرطان مری، از آزمون mtt استفاده شد. همچنین، آزمون ترمیم زخم نیز بر روی سلول های تیمار شده با غلظت های کمتر از ic50 انجام شد و میزان بیان گیرنده های کموکاینی ccr7 و cxcr4 که از گیرنده های مهم در روند مهاجرت سلول های سرطانی مری هستند، در سطح mrna به وسیله real-time rt-pcr نسبی اندازه گیری گردید. نتایج حاصل از آزمونmtt نشان دهنده کاهش بقا سلولی همراه با افزایش شیب غلظت بربرین می باشد. از طرفی دیگر، میزان مهاجرت این سلول ها در تیمار با غلظت های مختلف بربرین کاهش یافت. علاوه بر این، میزان بیان دو گیرنده کموکاینی درگیر در متاستاز سلول های سرطان مری در تیمار سلول ها با همان غلظت ها کاهش یافت. نتایج حاصل از این مطالعه نشان دهنده این است که ترکیب بربرین به عنوان یک ماده موثر در کاهش بقا و مهاجرت سلول های سرطانی مری، عمل می کند و می تواند به عنوان یک کاندید مناسب در درمان بیماران مبتلا به این سرطان باشد. در حالی که هنوز مطالعات بیشتری به منظور بررسی ساز و کار های مهاری این ترکیب بر روی مسیر های پیام رسانی درگیر در پیشرفت و متاستاز سرطان مری مورد نیاز می باشد.

چکیده بررسی تاثیر امواج الکترومغناطیسی با فرکانس پایین در ایجاد آنیوپلوئیدی القایی با وین بلاستین در سلول های l929 با استفاده از روش آزمون میکرونوکلئوس در سلولهای دو هسته ای زمینه و هدف: گاه در هنگام تقسیمات سلولی، تفکیک کروموزوم ها با مشکل مواجه می شود به طوریکه در سلول های دیپلوئید در هر صد تقسیم سلولی یک کروموزوم در جدا شدن خود دچار اشتباه می گردد. نتیجه این اشتباهات ایجاد سلول های ناهنجاری است که در تعداد کروموزوم های خود دچار اختلال شده اند. بیش از یک قرن پیش محققین در بررسی سلول های سرطانی متوجه شدند که بیشتر سرطان ها سلول هایی دارند که نه تنها تعداد کروموزوم هایشان غیر عادی است، بلکه در تعداد کروموزوم هایی که دارند نیز، با یکدیگر فرق دارند. علاوه بر این، این کروموزوم ها معمولاً ناهنجاری های ساختاری دارند که در سلول های نرمال کمیاب است. در نتیجه نیاز است تا عوامل موثر بر ایجاد ناهنجاری-های کروموزومی را بهتر بشناسیم تا بتوانیم به راهکارهای مناسبی جهت تشخیص و یا مقابله با بیماری هایی همچون سرطان دست پیدا کنیم. بدین منظور محققین عوامل مختلفی را در این رابطه بررسی کرده اند، مانند سن مادر و یا نوترکیبی های نابه جا. یکی دیگر از عوامل مورد بررسی، امواج الکترومغناطیس غیر یونیزان است. از این دسته از امواج بیشتر در ارتباطات رادیویی و منابع ماکروویو استفاده می شود، مانند تلفن همراه. در این مطالعه قصد بر این است که تاثیر امواج الکترومغناطیس غیر یونیزان از نوع rf (radiofrequency) بر روی مجموعه کروموزومی سلول های l929 بررسی شود، بدین منظور سلول های l929 را در زمان های مختلف تحت تأثیر این دسته از امواج قرار داده و سپس با استفاده از آزمون میکرونوکلئوس در سلول های دو هسته ای صدمات وارد آمده به سلول را بررسی کنیم. انتظار بر این است که با تأثیر این امواج، آسیب های کروموزومی را در سلول های l929 مشاهده کنیم. مواد و روش کار: در این مطالعه سلول های l929 به دو گروه (1 و 2) تقسیم شده تحت تاثیر امواج الکترومغناطیسی قرار گرفتند. در هر گروه سلول ها به 3 دسته تقسیم شده و هر دسته به مدت 2 ساعت در یکی از انواع میدان الکترومغناطیسی پیوسته، منقطع و خاموش قرار داده شدند. سلول های گروه 2 قبل از این که در میدان قرار بگیرند با ng/ml 5/0 وین بلاستین سولفات به عنوان عاملی آنیوژن تیمار گردیدند. در نهایت سلول ها با g/mlµ 4 سیتوکالازین تیمار شده و پس از گذشت 20 ساعت برداشت سلولی انجام گرفت. بعد از تهیه لام و رنگ آمیزی با رنگ گیمسا، سلول های تک هسته ای، دوهسته ای و دوهسته ای دارای میکرونکلئوس ثبت شده و نتایج حاصل از شمارش سلول ها نیز با استفاده از نرم افزارminitab و آزمون آنالیز واریانس یک طرفه (anova) در سطح p<0.05 تحلیل شدند. علاوه بر این پس از تیمار سلول ها با میدان و میدان به همراه وین بلاستین آزمون mtt برای این سلول ها صورت گرفته و با استفاده از نرم افزار excel نمودار مربوط به آنها رسم گردید. یافته ها: در گروه 1 فراوانی میکرونوکلئوس ها در میدان الکترومغناطیسی منقطع (35/13) در مقایسه با میدان پیوسته (71/8)، خاموش (50/2) و گروه شاهد (91/1) افزایش معنی داری را نشان داده است. در حالیکه در گروه 2 در فراوانی میکرونوکلئوس ها در سه نوع میدان منقطع (92/13)، پیوسته (01/14) و خاموش (23/12) اختلاف معنی داری مشاهده نشد. نتیجه گیری: با شمارش میکرونوکلئوس ها و بررسی آماری آنها مشخص شد که میدان منقطع صدمات بیشتری را نسبت به میدان پیوسته ایجاد کرده است. میانگین میکرونوکلئوس های شمارش شده در تیمار با میدان منقطع بسیار نزدیک به میانگین میکرونوکلئوس های حاصل از میدان های الکترومغناطیسی پیوسته و منقطع به همراه وین بلاستین است. به نظر میزان آسیبی که از ترکیب این میدان با وین بلاستین ایجاد می شود حد اشباعی دارد که از این حد بالاتر نرفته و میدان منقطع توانسته است به تنهایی حداکثر آسیب ممکن را به سلول وارد کند، آسیبی که مشابه با اثر عامل آنیوژن وین بلاستین به همراه میدان الکترومغناطیسی است.

زمینه و هدف: سرطان به عنوان بیماریی با منشا ژنتیکی، از نگرانی های بشر امروزی است. در مورد منشا شکل گیری سرطان نظریات مختلفی وجود دارد. ناپایداری ژنتیکی و فنوتیپی دو ویژگی بارز سلول های سرطانی هستند که علتشان هنوز نامشخص است. ناپایداری ژنتیکی سلول های سرطانی می تواند در دو سطح متفاوت بوجود آید. در بخش کوچکی از تومورها، این ناپایداری در سطح نوکلئوتید مشاهده می شود که شامل جانشینی بازها، حذف یا ورود تعداد کمی نوکلئوتید می باشد. در حالیکه در بیشتر سرطان ها ناپایداری مشاهده شده در سطح کروموزوم بوده و شامل فقدان یا کسب کروموزوم های کامل (آنیوپلوئیدی) یا بخش بزرگی از آن ها می شود. شناسایی علت وقوع این ناپایداری ها می تواند دیدگاه های جدیدی در مقابله با این مشکل بوجود آورد. بدین منظور مطالعه حاضر با هدف بررسی اثرات پرتو گاما به عنوان یک عامل کلاستوژنیک شناخته شده، بر روی سلول های l929 آنیوپلوئید شده توسط داروی وین بلاستین، صورت گرفت. مواد و روش کار: در مرحله اول به دنبال یافتن مناسب ترین غلظت وین-بلاستین برای مطالعه در این پژوهش، سلول های l929 با سه غلظت 5/0، 5/1 و ng/ml 2 وین بلاستین تیمار شدند. در مرحله دوم به منظور بررسی زمان احیا صدمات کروموزومی ناشی از این دارو، سلول ها پس از تیمار با ng/ml 5/0 وین بلاستین در سه زمان 24، 48 و 72 ساعت برداشت شدند. در مرحله سوم سلول ها بعد ا ز گذشت 72 ساعت از پایان تیمار با وین بلاستین، با دوز gy 1 از اشعه گاما پرتودهی شدند. در پایان هر مرحله از آزمایش ضمن بررسی قدرت بقای سلول توسط آزمون mtt، برداشت سلولی توسط سیتوکالازین b صورت پذیرفت و صدمات کروموزومی با استفاده از آزمون میکرونوکلئوس در سلول های دو هسته ای مورد بررسی قرار گرفت. نتایج: فراوانی میکرونوکلئوس ها در سلول های برداشت شده محاسبه گردید. در مرحله اول مشخص شد که مناسب ترین غلظت وین بلاستین برای مطالعه در این آزمایش ng/ml 5/0 می باشد. در مرحله دوم مشاهده شد که 72 ساعت بعد از تیمار با وین بلاستین فراوانی میکرونوکلئوس ها کاهش یافته تا به سطح پایه رسید. در مرحله سوم نیز فراوانی میکرونوکلئوس ها در گروهی که 72 ساعت پس از تیمار با وین بلاستین، پرتودهی شده بودند در مقایسه با سلول-هایی که تنها در معرض اشعه گاما بودند (بدون تیمار با وین بلاستین) کاهش معنی داری را نشان داد. نتایج حاصل از آزمون mtt نشان داد که دوز به کار رفته برای وین بلاستین و پرتو گاما، برای سلول های l929 کشنده نبود. نتیجه گیری: نتایج نشان می دهد که آنیوپلوئیدی وسیع سلول ها، که در نتیجه تیمار با عامل آنیوژن وین بلاستین بوجود آمده است، آن ها را مستعد صدمات کلاستوژنیک ناشی از پرتودهی با اشعه گاما نکرده است. این امر بر نقش مهم ومستقل آنیوپلئویدی از جهش های ژنی و صدمات ساختاری کروموزوم ها در ایجاد و القا سرطان تاکید دارد. همچنین نتایج نشان دادند که تیمار سلول های l929 با وین بلاستین، منجر به القا یک مکانیسم حفاظتی علیه صدمات ساختاری پرتو گاما می شود، که بیانگر عملکرد تداخلی پرتو گاما و داروی وین بلاستین می باشد.

چکیده ندارد.

در دوزیستان دم دار (urodele amphibian) بعد از قطع کردن دست، بعضی از سلول ها در محل قطع شدگی مانند غضروف و ماهیچه ویژگی های بافتی- تمایزی خود را از دست داده و بصورت شبه تمایز نیافته در می آیند. این فرآیند تمایز زدایی منجر به تشکیل بلاستما در محل زخم می گردد. کشت دادن این سلول های ریزش یافته از اطراف بافت جدا شده از گوش خرگوش پس از ایجاد زخم به کمک تکنیک های کشت سلولی و تعیین هویت این دودمان سلولی به کمک روش های مولکولی می تواند کمک موثری درافزایش دانش ما در مورد پدیده هایی مثل رفتار سلول های بنیادی بالغ و نیز مکانیسم های حاکم در تمایز و تمایز زدایی و تعیین سرنوشت سلولی داشته باشد. در اینجا به منظور تعیین پتانسیل سلول های کشت شده بلاستمایی از نظر قدرت چندتوانی (pluripotency) و خود بازسازی (self renewal) بیان ژن های نشانگر پر توانی مثل oct4 مورد ارزیابی قرار گرفت که این خود می تواند فرضیاتی رادر مورد دلیل سرعت بالای ترمیم در زخم های ایجاد شده در گوش خرگوش بیان کند. نتایج به دست آمده به کمک تکنیک های reverse transcription polymerase chain reaction و western blot نشان داد که ژن oct4در این سلول های بلاستمایی ریزش یافته از محل زخم بیان می شود. پروتئین oct4 بعنوان یک فاکتور رونویسی مهم، می تواند بالادست ژن هایی خاص بنشیند که بیان مجموعه این ژنها سبب ایجاد خاصیت بنیادی در سلول می گردد. با توجه به نتایج حاصله امکان ادامه تحقیقات در زمینه شناخت منشاءاین سلول ها، بررسی قدرت پر توانی آنها و امکان تمایز این سلول ها به انواع سلول های مختلف مورد توجه می باشد.