یکی از روشهای معمول درمان ناباروری روش تزریق اسپرم به درون تخمک (icsi) می باشد. در طی این تکنیک، اسپرمی که دارای مورفولوژی و تحرک طبیعی است به داخل سیتوپلاسم تخمک تزریق می شود. با این وجود، نگرانی هایی برای تزریق اسپرم های دارای انوپلوئیدی و فراگمنتاسیون dna به داخل تخمک درروش تزریق اسپرم به درون تخمک وجود دارد. چنین به نظر می رسدکه شکل ظاهری اسپرم به تنهایی یک پارامتر مناسب برای انتخاب اسپرم نرمال نیست و روش های دیگری برای انتخاب یک اسپرم نرمال بایستی به کارگرفته شود. در حال حاضر در مراکز باروری و ناباروری از روش جدا سازی اسپرم تحت نام سانتریفوژ بر اساس گرادیان غلظت (dgc) استفاده می شود. در این مطالعه میزان سلامت dna، کمبود پروتامین، مورفولوژی و جابه جایی فسفاتیدیل سرین به عنوان مارکر آپوپتوز در اسپرم های به دست آمده از روش ترکیبی dgc-zeta با روش سانتریفوژ بر اساس گرادیان غلظت مقایسه گردیده است. در این مطالعه از نمونه مایع منی 30 فرد نابارور مراجعه کننده به مرکز باروری و ناباروری اصفهان جهت انجام این طرح استفاده شد. قبل از نمونه گیری فرم رضایتی توسط افراد نابارور پر شده است (فرم رضایت پیوست می باشد). پس از گرفتن نمونه از مرکز، غلظت آن تعیین شده و سپس قسمتی از نمونه جهت رنگ آمیزی پاپانیکولائو(بررسی مورفولوژی اسپرم)، تست تانل(بررسی فراگمنتاسیون dna) و cma3(بررسی کمبود پروتامین) و باقیمانده وارد روش جداسازی بر اساس گرادیان غلظت شد. پس از انجام این روش، بر روی قسمت بیشتر نمونه روش جدا سازی زتا و بر روی باقیمانده آن علاوه بر تست های فوق، آپوپتوز نیز به وسیله آنکسین وی بررسی شد. پس از روش جدا سازی زتا، مجددا بر روی نمونه تست های فوق انجام گرفت. در 22 نمونه رنگ آمیزی کلروتتراسایکلین(رنگ آمیزی ctc) جهت بررسی میزان ظرفیت یابی در سه گروه فوق به همراه زمان 30، 60 و 90 دقیقه پس از جداسازی بر اساس گرادیان غلظت انجام شد. در همین نمونه ها تست آنکسین وی نیز انجام شد. پس از مقایسه نتایج به دست آمده در سه گروه قبل از جداسازی(مایع منی، کنترل)، پس از جداسازی بر اساس گرادیان غلظت و پس از dgc-zeta، مشخص شد که روش dgc-zeta قادر به جداسازی اسپرم با محتوای کروماتین و مورفولوژی سالم می باشد. از طرفی این روش سبب افزایش روند ظرفیت یابی شده که با افزایش میزان جابجایی ps همراه است و خود یک مزیت دیگری برای این روش جداسازی می باشد.

چکیده تنش گرمایی برون تنی (41 درجه سانتی گراد) اثرات مخرب بر بلوغ آزمایشگاهی اووسیت، تکوین رویان و عملکرد سلولی دارد. هدف از انجام این تحقیق اعمال تنش گرمایی بر اووسیت های گوسفندی طی بلوغ آزمایشگاهی و بررسی اثر آن بر الگوی بیان ژن های heat shock protein90 (hsp90)،(pap) polya polimerase، cyclin b، na/k-atpase، connexin 43 (cx43)، oct4 ، بلوغ میوزی (تکامل تا مرحله متافاز ii)، تکوین جنین و تعداد کل سلول های بلاستوسیست بود. همچنین تاثیر تنش گرمایی بر سخت شدگی زونا پلوسیدا، قطر اووسیت و الگوی توزیع گرانول های قشری در زیر غشای پلاسمایی نیز ارزیابی گردید. اووسیت های نابالغ گوسفندی(gv) به طور تصادفی به دو گروه دسته بندی شدند. اووسیت های گروه اول ابتدا به مدت 12 ساعت در دمای 41 درجه سانتی گراد و سپس 10 تا 12 ساعت در دمای 5/38 درجه سانتی گراد (گروه تحت تنش گرمایی یا hs) و گروه دوم به مدت 22 تا 24 ساعت در دمای 5/38 درجه سانتی گراد (گروه کنترل یا گروه بدون تنش گرمایی،nhs ) در محیط tcm-199 در انکوباتور با 5 درصد co2 کشت داده شدند. نتایج بررسی های ایمونوسیتوشیمی نشان داد در حالی که اووسیت های بالغ شده در 5/38 درجه سانتی گراد اغلب در مرحله متافاز ii تقسیم میوزی بودند، اکثر اووسیت های تحت تنش گرمایی در مرحله gvbd (germinal vesicle breackdown) متوقف شده یا دارای کروموزوم های ناهنجار بودند (05/0 p<). به علاوه تنش گرمایی 41 درجه سانتی گراد سبب کاهش درصد تسهیم (19/56 در مقابل 28/89 درصد) و درصد مورولا (85/26 در مقابل 85/37 درصد) گردید (05/0 p<)، اما درصد بلاستوسیست (17/17 در مقابل 21/24 درصد) را تحت تاثیر قرار نداد (05/0 < p). کیفیت جنین ها (شمار سلول های توده سلولی داخلی یا icm) با افزایش درجه حرارت به 41 درجه سانتی گراد به طور معنی داری کاهش یافت (01/0 p<). همچنین مشاهده گردید که تنش حرارتی باعث سخت شدگی زوناپلوسیدا ، افزایش قطر اووسیت و تغییر الگوی توزیع گرانول های قشری می گردد که در مقایسه با گروه کنترل معنی دار است (05/0 p<). میزان بیان ژن na/k-atpase به طور معنی داری در گروه تحت تنش افزایش یافت (05/0 p<). همچنین تنش گرمایی اگر چه باعث افزایش میزان بیان ژن های heat shock protein90 (hsp90)،(pap) polya polimerase، cyclin b و connexin 43(cx43) و کاهش میزان بیان ژن oct4 گردید، اما از لحاظ آماری معتی دار نبود (05/0 < p). اووسیت های گوسفندی در زمان بلوغ میوزی به آسیب های ناشی از تنش گرمایی برون تنی حساس بوده و کاهش بازده تکوین در این اووسیت ها مشاهده شد.

مقدمه: اختلالات التهاب عصبی نظیر ms، با تخریب میلین همراه هستند. سلول های پیش ساز الیگودندروسیتی (opc) در سیستم cns به نواحی دمیلینه شده مهاجرت کرده و پس از تمایز به الیگودندروسیت های بالغ، منجر به بازسازی میلین می شوند. مرگ سلول های opc توسط گونه های فعال اکسیژنی (ros) نظیر h2o2 از عوامل مهم بروز اختلال در این روند و تشدید این بیماری ها می گردند. مطالعات نشان داده است که بیان پروتئین ماتریکس خارج سلولی osteopontin در شرایط التهاب بالا رفته و گیرنده های اینتگرینی اختصاصی آن در سطح سلول های opcs در مراحل فاز حاد بیماری در مدل های موشی به میزان چشمگیری بیان می شوند. بنابراین از آنجا که اثر ضد آپوپتوزی استئوپونتین در سلول های مختلف بررسی و تایید شده است، بررسی اثر این فاکتور در بقای سلول های opc در شرایط القا شده آپوپتوز توسط رادیکال های آزاد نظیرh2o2، می تواند در مسیر درمانی اختلالات همراه با دمیلیناسیون راه گشا باشد. روش کار: پس از کشت سلول های opc در پلیت پوشیده شده با غلظت بهینه استئوپونتین، تیمار سلولی با غلظت بهینه ای از h2o2 جهت القای آپوپتوز صورت گرفته و وضعیت حیات و بقای سلول ها بررسی گردید. جهت بررسی مکانیسم عملکرد استئوپونتین بیان گیرنده های اینتگرینی اختصاصی آن، ژن های کنترل کننده آپوپتوز و فعالیت کاسپاز 3 سلولی نیز مورد مطالعه قرار گرفت. نتایج و بحث: نتایج نشان داد که h2o2 با القای آپوپتوز بقای سلول های opc انسانی در محیط کشت را مهار می کند در حالیکه تیمار سلول ها با لیگاند استئوپونتین منجر به مهار ژن p53، ژن های پروآپوپتوز bid و bax و افزایش بیان ژن های آنتی آپوپتوز bcl-2 و bcl-xl می شود. علاوه بر این بررسی فعالیت کاسپاز 3 در سلول های opc انسانی تیمار شده نشان داد که h2o2 منجر به فعال شدن کاسپاز اجرایی 3 در سلول های opc انسانی می شود در حالیکه تیمار سلول ها با استئوپونتین از فعال شدن این مسیر کاسپازی جلوگیری می کند. این نتایج حاکی از این است که استئوپونتین به عنوان یک فاکتور ضدآپوپتوز منجر به بقای سلول های opc انسانی در محیط کشت سلول عمل می-کند.

pep یک پروتئین پراکسی‍زومی است که در سال 2002 شناسایی شده است. این پروتئین دارای 209 اسید آمینه بوده و در انتهای کربوکسیل خود دارای توالی ski می باشد که سبب ورود این پروتئین به داخل پراکسیزوم می شود. بیان این پروتئین در موش بالغ در بافت‍ هایی نظیر قلب، ماهیچه های اسکلتی و مغز بسیار بالا می باشد. از طرف دیگر بیان این ژن در روند تمایز به عصب سلول های بنیادی جنین موشی تحت تیمار با رتینوئیک اسید افزایش می یابد استفاده از وکتورهای نوترکیب لنتی ویروسی جهت الحاق ژن خاص در سلولهای پستانداران امروزه مورد توجه است. در مقایسه با وکتورهای رتروویروسی، لنتی ویروسها دارای محاسن زیادی هستند. اولا لنتی ویروسها می توانند هم سلولهای دارای قدرت تقسیم و هم سلولهای فاقد قدرت تقسیم را آلوده کنند و دوم ژنوم ترانس ژن خود را به ژنوم میزبان الحاق می کنند و به خاموش شدن در مرحله رونویسی مقاوم هستند. سلول های بنیادی جنینی موش ، سلول های پرتوانی هستند که منشا آن ها از توده داخلی بلاستوسیست می باشد. از مهم ترین ویژگی این سلول ها خودنوزایی می باشد که به آنها توانایی تکثیر نامحدود و تمایز به هر سه لایه جنینی را می دهد و این ویژگی آن ها را به مدل مناسبی برای بررسی تکوین انواع رده های سلولی تبدیل کرده است. در مطالعات قبلی نشان داده شده که بیان ژن pep در بافت مغز در موش بالغ بالا است و در روند عصب زایی تحت تیمار با رتینوئیک اسید بیان ژن pep افزایش پیدا می کند. همچنین به دنبال کاهش بیان این ژن در روند عصب زایی بیان مارکرهای عصبی ?-tubulin iii، map2 کاهش می یابد. نتایج این مطالعه نشان داد با افزایش بیان pep توسط سیستم القایی لنتی ویروسی از ابتدای مرحله عصب زایی به واسطه بیان بسیار بالای pep در تمایز سلول های بنیادی جنین موشی به عصب در روز ششم عصب زایی سبب از بین رفتن اشکال شبه جنینی (embryoid body ) شده و بیان مارکرهای عصبی مانند ?-tubulin iii ، map2 و nestin کاهش می یابد و در نتیجه مانع ایجاد تشکیل عصب های مناسب می شود.

انجام بلوغ آزمایشگاهی تخمک های نابالغ از فولیکول های آنترال یک تکنیک امید بخش برای درمان ناباروری می باشد. اعتقاد بر این است که کاهش شایستگی تکوین تخمک های بالغ شده در شرایط آزمایشگاهی به علت مطلوب نبودن شرایط کشت و همچنین عدم هم زمانی بین بلوغ هسته ای و بلوغ سیتوپلاسمی می باشد به این صورت که در شرایط آزمایشگاهی بلوغ هسته ای قبل از بلوغ سیتوپلاسمی اتفاق می افتد و تکمیل بلوغ هسته ای به منزله کسب شایستگی تکوینی نیست. این امکان وجود داردکه با ایجاد تاخیر در پروسه بلوغ خود به خودی، بین بلوغ هسته ای و بلوغ سیتوپلاسمی در طول کشت تخمک های نابالغ هم زمانی ایجاد شود و در پی آن شایستگی تکوین تخمک در شرایط آزمایشگاهی افزایش یابد. تحقیقات مختلف نشان داده است که camp نقش مهمی در تنظیم بلوغ تخمک های پستانداران و مخصوصا تخمک های جوندگان بازی می کند، به گونه ای که افزایش میزان camp درون تخمک سبب توقف میوز و کاهش آن از سر گیری میوز را باعث می شود. استفاده از ماده ای به نام فورسکولین که به عنوان فعال کننده آدنیلات سیکلاز شناخته می شود، موجب افزایش سطح camp در کل مجموعه کومولوس- تخمک (coc) و داخل تخمک می شود. هدف ما از این تحقیق افزایش شایستگی تکوین تخمک های بالغ شده گوسفندی با استفاده از سیستمivm دو مرحله ای (شامل pre-ivm و ivm) می باشد. در این پژوهش، تخمک ها در زمان های مختلف و در طی روند بلوغ آزمایشگاهی با استفاده از رنگ آمیزی از نظر تغییرات هسته و میکروتوبول مورد بررسی قرار گرفتند، و اثر 6 غلظت مختلف از فورسکولین (10 ، 50، 100، 200، 300 و 400 میکرومول) بر توقف میوزی تخمک های گوسفندی در 3 زمان (6، 8 و 22 ساعت پس از pre-ivm) مورد مطالعه قرار گرفت. همچنین اثر سمیت فورسکولین در غلظت های بالا نسبت به گروه شاهد بررسی شد. با توجه به نتایج حاصله غلظت مناسب انتخاب و اثر آن بر روی دینامیک وضعیت هسته در فاصله های زمانی 1 ساعت (0، 1، 2، 3، 4، 5 و 6 ساعت پس از pre-ivm) ارزیابی شد، همچنین اثر غلظت فورسکولین انتخاب شده بر روی گسترش سلول های کومولوس 22 ساعت پس از ivm برای گروه شاهد و همین زمان در پایان فاز دوم (سیستم ivm دو مرحله ای) برای گروه تیماری بررسی شد. در نهایت اثر غلظت فورسکولین انتخاب شده بر روی شایستگی تکوین تخمک ها، بررسی شد. در این مطالعه نیز از تخمک های گاوی به عنوان گروه شاهد مثبت استفاده شد و تخمک ها گاوی در زمان های مختلف و در طی روند بلوغ آزمایشگاهی با استفاده از رنگ آمیزی از نظر تغییرات هسته و میکروتوبول مورد بررسی قرار گرفتند سپس coc های گاوی در محیط pre-ivm با غلظت های 50 و 100 میکرومول فورسکولین تیمار شدند و وضعیت میوزی تخمک ها در دو بازه زمانی (8 و22 ساعت پس از pre-ivm) ارزیابی شد. زمان وقوع مراحل مختلف میوز، متافازi، آنافاز-تلوفازi و متافازii، در طی بلوغ آزمایشگاهی به ترتیب 8، 16 و 22 ساعت پس از کشت، حاصل شد. نتایج ما نشان می دهد که پیشرفت میوزی در تخمک های گوسفندی مهار نشده، و تفاوت معنی داری بین گروه های آزمایشی از لحاظ تخمک های حفظ شده در مرحلهgv وجود ندارد. همچنین افزایش غلظت فورسکولین به 300 و 400 میکرو مول، منجر به ناهنجاری یا آشفتگی وضعیت کروموزومی می شود. با توجه به نتایج حاصله و این که تفاوت معنی داری بین گروه های آزمایشی وجود ندارد، غلظت 50 میکرو مول به منظور بررسی حداکثر اثرات مهاری فورسکولین انتخاب شد. و نشان داد حداکثر اثرات مهاری تا 2 ساعت می باشد، همچنین غلظت انتخاب شده تاثیری بر گسترش سلول های کومولوس و شایستگی تکوین نداشت. نتایج حاصله از تخمک های گاوی نشان می دهد 8 ساعت پس از pre-ivm، درصد تخمک های حفظ شده در مرحله gv در گروه تیمار بالاتر از گروه شاهد است و این تفاوت معنی دار است، اما 22 ساعت بعد از pre-ivm اکثر تخمک ها در گروه تیماری و شاهد به مرحله متافاز ii پیشرفت کرده اند.

چکیده ندارد.

چکیده تلاشهای زیادی برای بکارگیری مهندسی بافت، جهت بازسازی و درمان تقریبا کلیه قسمتهای بدن صورت گرفته است. در این میان ترمیم ضایعات عصبی بدلیل پیچیدگی سیستم عصبی از نظر عملکرد و آناتومی و غیر موثر بودن روشهای رایج درمان، از اهمیت زیادی برخوردار است. در سیستمهای زنده، ماتریکس خارج سلولی نقش اساسی در کنترل رفتار سلولها دارد. با توجه به اینکه داربست مورد استفاده در مهندسی بافت، تقلیدی از ماتریکس خارج سلولی در داخل بدن می باشد، خصوصیات داربست مورد استفاده ، نقش اساسی در مهندسی بافت دارد. بدلیل تشابه داربستهای نانوالیاف از نظر ابعادی به اجزای ماتریکس خارج سلولی در داخل بدن، داربستهای نانوالیاف بستر مناسبی جهت چسبندگی و تکثیر سلولها می باشند. براین اساس در این تحقیق، داربست نانوالیاف پلی کاپرولاکتون جهت مهندسی بافت سلولهای عصبی بکار گرفته شد. ابتدا بمنظور بهینه کردن مرفولوژی داربست نانوالیاف، اثر خواص رئولوژیکی محلول پلی کاپرولاکتون بر مرفولوژی نانو الیاف حاصله مورد بررسی قرار گرفت. با توجه به اهمیت پارامترهای تخلخل داربستهای نانوالیاف، در این تحقیق با بکارگیری پردازش تصویری، تخلخل لایه های مختلف و همچنین پیش بینی امکان نفوذ سلولهای مختلف به داخل داربست نانوالیاف صورت گرفت. سپس اثر ضخامت داربست نانوالیاف بر رشد، تکثیر و مرفولوژی سلولها بررسی و رفتار سلولهای مختلف بر داربست نانوالیاف پلی کاپرولاکتون بررسی گردید. در این تحقیق، خواص آبدوستی و بیولوژیکی داربست نانوالیاف پلی کاپرولاکتون از طریق مخلوط کردن پلی کاپرولاکتون با ژلاتین و تهیه داربست نانوالیاف پلی کاپرولاکتون/ژلاتین، هیدرولیز قلیایی داربست نانوالیاف پلی کاپرولاکتون و پیوند کووالانسی ماتریژل به سطح داربست نانوالیاف پلی کاپرولاکتون، بهبود و رفتار سلولهای عصبی بر داربستهای بهبود داده شده بررسی گردید. با توجه به خاصیت الکتریکی سلولهای عصبی، در این تحقیق با استفاده از پلی آنیلین داربست نانوالیاف رسانا تهیه و تحریک الکتریکی سلولهای عصبی بر داربست نانوالیاف رسانا انجام گرفت. نتایج آزمایشات انجام شده در این تحقیق نشان داد که خواص رئولوژیکی محلول پلی کاپرولاکتون بر مرفولوژی، کیفیت و یکنواختی داربست نانوالیاف حاصله تاثیر دارد. مقایسه رشد و تکثیر سلولها بر داربستهای نانوالیاف با ضخامتهای متفاوت نشان داد که داربستهای نانوالیاف با ضخامت بیشتربدلیل پایداری ابعادی بیشتر، بستر مناسبتری جهت رشد و تکثیر سلولها فراهم می کنند. بررسی رفتار سلولهای مختلف بر داربست نانوالیاف پلی کاپرولاکتون نشان داد، سلولهای مختلف بدلیل ماهیت مختلف، رفتار متفاوتی بر داربست نانوالیاف پلی کاپرولاکتون نشان می دهند. آزمایشات انجام شده در انجام این تحقیق نشان داد که مخلوط پلی کاپرولاکتون/ژلاتین، هیدرولیز قلیایی داربست نانوالیاف پلی کاپرولاکتون و اتصال کووالانسی ماتریژل به سطح داربست نانوالیاف پلی کاپرولاکتون، خواص آبدوستی و بیولوژیکی داربست نانوالیاف پلی کاپرولاکتون را بهبود بخشیده و رشد و تکثیر سلولهای پیش ساز عصبی و همچنین گسترش زوائد نورونی بر این داربستها بیشتر از داربست نانوالیاف پلی کاپرولاکتون بوده است. نتایج انجام آزمایشات تحریک الکتریکی نشان داد که شدت و مدت زمان تحریک الکتریکی بر رشد، تکثیر و طول زوائد نورونی تاثیر و در صورتیکه شدت و مدت زمان مناسبی جهت تحریک الکتریکی بکار گرفته شود، انجام این عملیات باعث افزایش رشد و تکثیرسلولهای پیش ساز عصبی و همچنین افزایش طول زوائد نورونی می گردد. کلمات کلیدی: مهندسی بافت عصب، داربست نانوالیاف، پلی کاپرولاکتون، بهبود خواص